Макарова М.Н., Ильинская М.А. Зоотехнические особенности воспроизводства мышей линии BALB/c. Лабораторные животные для научных исследований. 2020; 1. https://doi.org/10.29296/2618723X-2020-01-04
Мыши линии BALB/c широко используются во всех областях медико-биологических исследований. Это одна из наиболее старых линий, которая считается нераковой. Однако имеются данные о частоте спонтанных неопластических образований молочных желез, легких и почек, причем в некоторых сублиниях она может достигать 40%. От мышей BALB/c ведут свое происхождение многие клеточные культуры и культуры тканей, широко применяемые в биомедицинских экспериментах. Успех размножения у грызунов, содержащихся в лабораторных условиях, складывается из совокупности факторов, связанных со здоровьем поголовья, а также с условиями содержания (плотность популяции, кормление, параметры окружающей среды).
В обзоре рассмотрены и систематизированы данные о влиянии некоторых факторов на воспроизводство мышей линии BALB/c.
Температура оказывает влияние на мышей преимущественно при содержании их при повышенных значениях. Влажность окружающей среды в значительной степени влияет на здоровье мышей. Рассмотрены данные, связанные, как с понижением, так и с повышением влажности. Показатели вентиляции и воздухообмена также имеют существенное влияние на воспроизводство поголовья мышей. Важнейшим показателем, влияющим на благополучие животных, считают концентрацию аммиака.
Интенсивность и продолжительность освещения сказываются на поведении, физиологии и репродуктивных параметрах у мышей линии BALB/c. Наибольшую опасность представляет высокая интенсивность освещения и смена циркадианных циклов, способная вызывать фототоксическую ретинопатию и оказывать системное воздействие, снижая репродуктивную функцию. Нельзя исключать влияние на репродуктивную функцию и фактора питания, показано, что как дефицит нутриентов, так и их избыточность отрицательно влияют на показатели воспроизводства.
Обогащение среды обитания различными элементами, в том числе материалом для гнездования, благоприятно влияет на плодовитость мышей линии BALB/c, при этом вид материала существенной роли не играет.
Представлены также рекомендации специалистов Jackson Laboratory по оптимизации воспроизводства мышей линии BALB/c.
Успех размножения у грызунов, содержащихся в лабораторных условиях, складывается из совокупности факторов, связанных со здоровьем материнского и отцовского поголовья (продолжительности репродуктивного периода, величины выводка, уровня эмбриональной смертности, выживаемости и скорости полового созревания), а также с условиями содержания (плотность популяции, кормление, параметры окружающей среды).
Мыши линии BALB/c широко используются во всех областях медико-биологических исследований [1–4]. От мышей BALB/c ведут свое происхождение многие клеточные культуры и культуры тканей, широко применяемые в биомедицинских экспериментах для исследования фибринолитических и тромболитических препаратов. По данным сайта PubMed, впервые данные по этой линии были опубликованы в 1953 г., и ежегодно число публикаций увеличивалось. Больше всего публикаций (7414) зарегистрировано в 2013 г., интерес к этой теме продолжает сохраняться и до сих пор.
Линия мышей BALB/c происходит от мышей-альбиносов, приобретенных Хэлси Бэггом для Мемориальной больницы Нью Йорка в 1913 г. от торговца мышами в Огайо [5]. Инбридинг начал Мак-Дауэлл в 1923 г. в Институте Карнеги в Вашингтоне [6]. От него в 1932 г. линия (F26) была передана в Техасский университет Снеллу, далее их привезли в лабораторию JAX (The Jackson Laboratory) в 1947 г. (F41) и в Lac (Laboratory Animal Centre) (Великобритания) (F61) [2, 3]. В Советский Союз мыши BALB/c поступили в 1958 г. в филиал питомника «Столбовая» Научного центра биомедицинских технологий ФМБА России (F70) [3, 4].
Ведение колоний мышей этой линии в питомниках, создание благоприятных условий для воспроизводства поголовья – ключевой вопрос для получения достаточного количества животных для экспериментов. Однако эти вопросы редко рассматриваются в современной литературе.
Цель настоящего обзора – рассмотрение и систематизация некоторых факторов, влияющих на воспроизводство поголовья мышей данной линии.
Температура окружающей среды. Влияние температуры окружающей среды на биологию лабораторной мыши широко изучено [7–12]. Мыши регулируют температуру своего тела с помощью ряда механизмов, в том числе изменяя уровень метаболизма за счет дрожания и термогенеза, повышения физической активности [13], а также с помощью груминга и образования тесных групп [14].
Тепловые предпочтения могут варьироваться при одиночном и групповом содержании мышей [15, 13] и зависят от полового, социального поведения и времени суток [16], поскольку мыши могут создавать места обитания с желательным микроклиматом путем гнездования [15]. Наиболее приемлемая «термонейтральная зона» находится в диапазоне от 26 до 34°C [17]. Резкое изменение температуры приводит к увеличению частоты сердечных сокращений, повышению уровня артериального давления и ускорению обмена веществ [12], а также влияет на репродуктивную функцию, уменьшая размер помета, увеличтвая смертность эмбрионов и нарушая их рост [18, 19].
Мыши, подвергшиеся воздействию повышенной температуры окружающей среды (34–36°C), демонстрируют увеличение потребления воды, снижение аппетита, общего веса и веса отдельных органов, может также наблюдаться бесплодие, нарушение роста и развития эмбрионов [20, 21, 22]. У самцов снижается оплодотворяющая способность [23]. Воздействие на беременных мышей температуры 43°С в течение от 1 до 20 ч приводит к высокой материнской смертности, абортам и/или резорбции плода [24]. Необходимо помнить, что мыши сами выделяют тепло. Температура внутри клетки может быть на несколько градусов выше комнатной. Так, например, при содержании группы из 4 самцов-мышей в 1-й клетке температура внутри клетки будет на 2–3о выше, чем температура в помещении [25].
Влажность воздуха. Относительная влажность воздуха важна для здоровья и благополучия лабораторных мышей, поскольку это влияет на их способность к терморегуляции и устойчивость к патогенным микроорганизмам [26, 27]. Потеря тепла при испарении необходима для поддержания гомеостаза температуры тела у мышей [28]. Температура и влажность оказывают комплексное влияние на способность мышей к терморегуляции [26].
Тип жилья, плотность посадки и методы ухода за животными могут значительно изменить влажность в клетке. Например, при прочих равных условиях, относительная влажность в поликарбонатных клетках выше (53,2±9,6%), чем в нержавеющих клетках из стальной сетки (50,1±11%) [29].
Ряд исследователей показали различное влияние низкой влажности на мышей разных линий. Так, линия c57bl/6 демонстрирует снижение секреции слезы на 47%, в то время как линия BALB/c только на 26% [30]. Также низкая относительная влажность, особенно в сочетании с низкой температурой окружающей среды (16°C), может вызывать развитие заболевания эпидермиса «кольцевой хвост» [31]. Относительная влажность ниже 10% может приводить к повышению гиперчувствительности замедленного типа при нанесении 2,4,6-тринитрохлорбензола на кожу мышей [32]. Наконец, содержание мышей при относительной влажности ниже 40% неблагоприятно влияет на выживаемость потомства до отъема от грудного вскармливания и прирост массы тела [27, 33].
Высокая влажность может усилить размножение бактерий и выделение аммиака в клетках [34, 35], увеличивая риски инфекционных заболеваний. Высокая относительная влажность препятствует высыханию подстилочного материала, в результате чего увеличивается размножение уреаз-продуцирующих бактерий и возрастает концентрация аммиака [36]. В эксперименте установлено, что при относительной влажности 75–80% концентрация аммиака была 3 раза выше, чем при относительной влажности 30–35% [37].
Выживание молодых мышей до отъема от грудного вскармливания, как правило, лучше при более высоких уровнях влажности. При содержании молодых мышей до отъема при влажности около 70% наблюдалась выживаемость 79,8%, в то время как при относительной влажности 40% выживаемость составила 56,1% [27].
На сегодняшний день во всем мире достигнута договоренность о нормировании относительной влажности воздуха 40–70% для взрослых животных, а для молодых мышей до отъема – 50–70% [38].
Вентиляция и кратностью воздухообмена. 1 мышь потребляет примерно 35 л воздуха в день, поэтому качество и состав воздуха важны для благополучия животного и получения корректных экспериментальных результатов.
Воздух может содержать частицы и/или летучие вещества, которые могут раздражать и повреждать кожу или слизистые оболочки, а также вызывать системные эффекты [28]. Уровень воздействия загрязнения окружающей среды может оказать серьезное влияние на здоровье мышей [38, 33] и будет зависеть от относительной влажности, турбулентности воздуха внутри клетки, наличия или отсутствия сквозняков, плотности посадки [33].
На сегодняшний день нет однозначного мнения относительно пределов воздействия аммиака на здоровье мышей. Многие исследователи предполагают, что концентрации более 17,7 мг/м3 (25 ppm) вредны для мышей, по аналогии с крысами, для которых такая концентрация аммиака вызывает патологию легких [39, 40]. В то же время, самки мышей BALB/c/Bkl не проявляли явного отвращения к камере, содержащей 4, 30, 56 или 110 ppm (2.8; 21.2; 39.7 и 77.9 мг/м3) аммиака в течение 2 дней [41], а мыши c57bl/6j, которых подвергали воздействию уровней аммиака выше 25 ppm, имели гистологически нормальные носовые ходы и глазные яблоки [42].
В целом же исследования хронического воздействия аммиака на мышей трудно сравнивать из-за различий в чувствительности линий мышей и характера воздействия аммиака (статический уровень или постепенное увеличение) [25, 34].
Освещение. Интенсивность, длина волны и периодичность (циклы свет: темнота) влияют на поведение, физиологию и репродуктивные параметры у всех видов млекопитающих [28].
Интенсивность света может влиять на поведение мышей, а также на развитие патологии глаз и репродуктивную функцию. Мыши в дикой природе ведут ночной образ жизни и обычно избегают ярко освещенных зон. Поведенческие тесты на тревожность (исследование в открытом поле, приподнятом крестообразном лабиринте, темно-светлой камере) основаны на этом неприятии мыши ярко освещенных зон [43, 44].
Интенсивность освещенности в прозрачных пластиковых клетках, расположенных на верхних и нижних полках различается более чем в 80 раз (от 3 до 250 лк) [45]. Даже внутри 1 клетки интенсивность света может варьироваться в 20 раз (7–140 лк), при этом вариабельность внутри самая низкая в клетках, наиболее удаленных от источника света.
Фототоксическая ретинопатия (прогрессирующая потеря наружных слоев сетчатки) может наблюдаться у разных видов животных, но чаще всего обнаруживается у лабораторных грызунов [28]. Степень повреждения сетчатки зависит от интенсивности света, продолжительности фотопериода, температуры, уровня активности во время световой фазы, уровня освещенности, при котором животное росло, возраста, гормонального статуса и альбинизма.
Мыши-альбиносы особенно чувствительны к светоиндуцированной дегенерации сетчатки, некоторые линии альбиносов более восприимчивы, чем другие. Чрезвычайно высокая освещенность около 2010 лк в течение 18–24 мес вызывала атрофию сетчатки у 20% мышей BALB/c [46]. В то же время, при постоянном воздействии на 7 различных линий мышей альбиносов флюоресцентного света интенсивностью 1265–1430 лк в течение 3 нед, дегенерация сетчатки наблюдалась в 100% случаев [47]. Похожие результаты получены при изучении влияния уровня освещенности на верхней и нижних полках. У мышей, проживавших на верхней полке, атрофия сетчатки развивалась у 19,7% за 24 мес, и у 30,2% – за 33 мес. У мышей, проживавших на нижней полке, атрофия сетчатки развивалась только у 0,2% за 24 мес, и у 0,7% – за 33 мес [46].
Интенсивность света влияет на цикл эструса, включая продолжительность эструса и промежутки времени между эструсами у белых мышей-альбиносов [48]. Репродуктивная функция мышей высока при низкой интенсивности освещения – 10-20 лк [49]. При высокой интенсивности освещения (около 500 лк) у инбредных лабораторных мышей наблюдается 50% смертность до отъема, по сравнению с 5% потерями при 5 лк. При интенсивности освещения 1000 лк репродуктивная функция, особенно размер помета снижается еще более выраженно [50]. По мнению авторов, низкая репродуктивная эффективность в условиях высокой интенсивности освещения связана с тревожностью, плохим материнским поведением, неадекватной постройкой гнезда, в результате чего детеныши разбросаны по всей клетке.
Циркадианные ритмы управляют вариациями физиологических и поведенческих параметров у млекопитающих, включая мышей [51]. Воздействие постоянного освещения может быть стрессовым для мышей. У самцов-мышей BALB/cAnNCr1BR, подвергшихся воздействию непрерывного света в течение недели, увеличилось содержание кортикостерона в моче и снизилась масса тела [58]. Однако эти эффекты могут значительно различаться у разных линий мышей и даже у мышей разного пола. Так, самки трансгенных мышей с гормоном роста, подвергшиеся постоянному воздействию света на протяжении всей своей жизни, росли быстрее, жили дольше и имели более высокую репродуктивную эффективность, чем те, которые жили при световом цикле 12:12 [52]. Постоянный свет задерживает наступление половой зрелости, вызывает снижение скорости набора веса у самок-мышей [53]. Под влиянием темной фазы светового цикла происходит непрерывный процесс обновления фоторецепторов сетчатки [54]. Поэтому отсутствие темного цикла является причиной дегенерации сетчатки лабораторных грызунов, включая мышей.
Любые изменения в освещении могут быть стрессом для мышей. Например, у самцов-мышей BALB/cJ, CBA/J и C57BL/10J, которые подвергались инверсии цикла освещения свет:темнота, каждые 4 дня в течение 76 дней, затем каждые 2 дня на протяжении еще через 54 дней в плазме увеличивался уровень кортикостерона и уменьшалось время сна под влиянием барбитуратов [55]. Удлинение циклов (16:16 – свет:темнота) или укорочение (5:5 – свет:темнота) приводит к увеличению двигательной активности и росту уровня кортикостерона у самцов-мышей [56]. Циклы, расширяющиеся за пределы 24-часового периода, могут влиять на потребление пищи и двигательную активность [57].
Изменение световых циклов может влиять на экспрессию генов, участвующих в канцерогенезе, массу иммунокомпетентных органов, гематологические показатели, массу тела, секрецию мелатонина [58–60].
Наибольшие изменения вызывает мерцающий свет. Показано, что воздействие 80 лк мерцающего света в течение 30 мин вызывало повышение уровня кортикостерона и других биохимических маркеров стресса в плазме крови у крыс [61]. Аналогичных исследований на мышах нет.
В целом рекомендации по световым циклам у мышей предполагают соотношение свет:темнота 12:12 или 10:14. Использование диммеров в освещении у мышей позволяет создавать сумеречные периоды между светлым и темным циклами. При изменении светового цикла должен следовать период акклиматизации до начала исследования. Не должны использоваться мерцающие источники освещения.
Линия мышей BALB/c обладает высокой потенциальной плодовитостью, значительным уровнем эмбриональных потерь и высоким уровнем спонтанных мутаций. В среднем эмбриональные потери у мышей линии BALB/c составляют 44% (доимплантационная гибель – 19,4±3,2; постимплантационная гибель – 24,6±4,1), что связано со снижением оплодотворяющей способности сперматозоидов, в основе которой лежат нарушения как генетического, так и негенетического характера, при этом регистрируются сперматозоиды с аномальной головкой и с патологией хвоста [4].
Соотношение до- и постимплантационной гибели зависит от условий обитания. Показано, что доимплантационные потери у природных популяций убывают от весны к лету, т.е. на фоне улучшения условий существования происходит уменьшение величины гибели эмбрионов до имплантации. У лабораторных колоний фактор сезонности выражен значительно слабее, что обусловлено созданием постоянных условий окружающей среды.
В 1992 г. М.Р. Столина и соавт., изучили влияние сезонного фактора на фертильность и плодовитость у самок мышей инбредной линии BALB/c. Работу проводили в течение года. В каждый сезон года было взято разное число самок, но все самки были одного возраста 3–5 мес. Плодовитость определяли, скрещивая самок в каждый сезон года, в течение 30 дней подсаживая их на ночь по 4–5 голов к фертильному самцу, используемому 1 раз в неделю. Беременность определяли по наличию вагинальной пробки. Неоплодотворенных самок держали по 2–3 особи в клетке с фертильным самцом, меняя его каждую неделю для полного учета фертильных самок. Потенциальную плодовитость оценивали по числу зародышей, находящихся в кумулюсной массе яйцеводов самок 1-го дня беременности (табл. 1).
Таблица 1
Сезон |
Общее количество самок |
Количество самок, % |
Потенциальная плодовитость* |
Средняя величина помета на 1 самку |
|||
фертильных |
беременных |
на момент родов |
доля мертворожденных |
при отсадке |
|||
Зима |
56 |
56 (100) |
36 (64) |
10,2 |
7,3 |
0,8 |
5,8 |
Весна |
50 |
43 (86) |
29 (58) |
9,9 |
6,1 |
0,1 |
5,4 |
Лето |
40 |
34 (85) |
19 (48) |
10,5 |
7,1 |
0,1 |
5,9 |
Осень |
50 |
41 (82) |
21 (42) |
9,5 |
6,3 |
0,2 |
6,0 |
*Среднее число зародышей при вымывании из яйцевода на 1 самку.
Отмечено, что самки линии BALB/c отличаются стабильно высоким уровнем пропустований. Таким образом, только 42–64% популяции самок BALB/c принимают участие в размножении.
В ходе эксперимента было выявлено, что потенциальная плодовитость у самок на момент отсадки детей практически не изменялась на протяжении всего года во всех 4 сезонах. Однако было выявлено, что число мертворожденных мышат в зимний период было больше, чем в другие сезоны.
Высокая пренатальная смертность у мышей линии BALB/c отмечена многими авторами [62, 63]. По данным A.C. Ruiz-Luna и соавт. (2005) размер помета на момент родов на 1 самку (n=12) составляет 7.25±1,14 детенышей, при отсадке – 6,58±1,33.
По данным Jackson Laboratory (Breeding Strategies for Maintaining Colonies of Laboratory Mice), средний размер помета у BALB/cJ при рождении – 4.9, среднее количество пометов при рождении – 4.51, соотношение числа отлученных от груди детенышей к числу рожденных – 0,88.
В 2010 г. Л.В. Осадчук и соавт., изучили формирование генеративной функции в период полового созревания у самцов-мышей линии BALB/c. Для проведения исследования были взяты самцы в возрасте 35, 40, 45, 50, 55, 60 дней. Через каждые 5 сут у самцов подсчитывали число сперматозоидов в обоих эпидидимисах и долю аномальных головок сперматозоидов, также проводили морфометрию семенников, эпидидимисов и семенных пузырьков. В ходе эксперимента было установлено, что у самцов-мышей линии BALB/c сперматозоиды в каудальном эпидидимисе появляются на 35-е сутки постнатального развития у единичных животных, а на 40-е сутки присутствуют у всех самцов, причем пубертатные изменения частоты аномальных головок сперматозоидов имеют характерную схему. Наивысшая частота аномалий наблюдалась на 40-е сутки жизни, затем она быстро снижается до 55–60 сут [66].
Ранее, при изучении ультраструктуры сперматозоидов у взрослых мышей, было показано (Hillman N., Nadijcka M., 1978), что у линий C57BL/6J, BALB/c аберрантный сперматогенез происходит у обеих линий, при этом наблюдаются одинаковые специфические типы аномальных сперматид [66].
У большинства видов грызунов важнейшим фактором при взаимодействии особей является запах. Для самок феромоновые сигналы самцов несут информацию об их агрессивности и уровне стресса [64]. Самки грызунов достаточно хорошо различают хемосигналы самцов разного иерархического ранга и предпочитают спариваться с доминантными особями [67, 68]. Однако для самцов выброс феромонов наряду с положительным эффектом выражается в снижении их фертильности и увеличении эмбриональных потерь [69].
Заражение паразитами способно модифицировать хемосигналы [109, 110, 64] и негативно влиять на репродуктивный успех самцов. Например, в случае заражения вирусом клещевого энцефалита самцы становятся более привлекательными для самок, однако спаривание с подобными самцами приводит к значительным эмбриональным потерям [69]. Внутригрупповые социальные конфликты зачастую приводят к усиленной активации адренокортикальной функции и подавлению эндокринной функции гонад у самцов [67, 68].
Для оценки влияния психосоциального стресса у мышей линии BALB/c на течение беременности и развитие плода, животные на протяжении 21 дня беременности непрерывно находились рядом с источником ультразвука. Развитие потомства протекало в обычных условиях вивария. Было показано, что у беременных самок развивалось ситуативно тревожное состояние, беременность наступила лишь у 3 самок из 8. У потомства, через 2 мес после рождения, в тесте распознавания нового объекта обнаружилось, снижение индекса распознавания, что указывает на нарушение корковых функций. Выраженное снижение индекса было обнаружено в группе самцов, рожденных от стрессированных матерей [70].
В эксперименте, при оценке адекватности питания мышей линии BALB/cAnN (гнотобиоты), животные получали ad libitum стерильный корм с добавлением соевого масла, содержащего витамины A, D, E и K. На этом рационе мыши BALB/c размножались в течение 9 поколений, по 8 пометов в 1 поколении. Среднее число крысят в помете составило 4,1 по сравнению с 5,1 у контрольных мышей BALB/c, которые имели обычную микрофлору и получали такой же рацион. В возрасте от 21 до 32 дней экспериментальные мыши набирали вес медленнее, чем контрольные. Через 32 дня экспериментальные мыши начали набирать вес быстрее контрольных; однако их масса до 45-дневного возраста, как правило, была ниже, чем у контрольной группы. К 56-дневному возрасту их массы сравнялись. Экспериментальные самки показали более низкий уровень смертности от заворота слепой кишки. Экспериментальные самцы чаще погибали от трихобезоаров ободочной кишки; этот участок формирования трихобезоаров оказался уникальным для безмикробных самцов BALB/c. Однако, по мнению авторов, отличие данных в контрольной и экспериментальной группах не были связанны с дефицитом питательных веществ. У самок мышей, которых кормили рационом до 18 мес, явных признаков дефицита питательных веществ не возникало [71].
На сегодняшний день активно дискутируется роль полиненасыщенных жирных кислот в рационе питания мышей. Так, например, при кормлении взрослых самок мышей рационами, богатыми полиненасыщенными жирными кислотами в течение 5 мес, т.е. периода, охватывающего 2 цикла размножения, потомкам из 2-го цикла размножения давали эти рационы в течение 42 дней и оценивали спектр иммунных функций. Рацион оказывал небольшое влияние на увеличение массы тела при беременности, общую и относительную массу органов у потомства. Изменялось количество селезеночных Ly-2 и Т-клеток, снижалась активность естественных Т-киллеров селезенки [73]. Отрицательные эффекты в развитии мышей наблюдали при избыточном и недостаточном потреблении самками в период беременности и лактации омега-3 полиненасыщенных жирных кислот [73].
Еще в одном исследовании было показано, что при кормлении самок с 16-го гестационного дня и в течение всего периода лактации рационом с низким содержанием полиненасыщенных жирных кислот у потомства (в возрасте 3 не и в возрасте от 12 до 14 нед) снижалась тревожность в тестах приподнятого крестообразного лабиринта, темно-светлой камеры и в тестах социального взаимодействия. Также в мозге детенышей 3-недельного возраста было отмечено снижение доли общих омега-3 жирных кислот. В мозге взрослых животных состав жирных кислот нормализовался, но тревожность оставалась сниженной [74].
Высокая калорийность кормов оказывает влияние на различные функции у мышей. Так, высокое содержание сахарозы и жиров в диете (45% жира и 30% сахарозы) беременных самок мышей влияет на пластичность нейронных сетей и способствует развитию вегетативной дисфункции у потомства мужского пола [75]. Высококалорийная диета у небеременных самок в течение 10 и 32 нед приводит к снижению у них количества первичных фолликулов и снижению фертильности [76]. При потреблении самками во время беременности и лактации высокоэнергетического продукта Ensure Plus у полученного потомства наблюдается ожирение и увеличение тела [77].
Безусловно, большое значение в питании лабораторных мышей имеет его достаточность по витаминам. Однако наряду со стандартными проявлениями гипер- и гиповитаминозов, следует учитывать более глубокое понимание роли витаминов в физиологии животных. Сейчас появляются интересные исследования на эту тему. Так, в работе V.C. da Silva и соавт. (2014) показано, что диета, дефицитная по витаминам группы В, во время беременности и лактации у мышей вызывает у их потомства изменение соотношения S-аденозилметионина и S-аденозилгомоцистеина в мозгу, что по мнению авторов, в дальнейшем может приводить к развитию нейродегенеративных заболеваний [78].
Ранее считалось, что добавление в рацион питания высоких доз витамина С и Е приводит у улучшению общего состояния здоровья, в частности, репродуктивной функции. С этим мнением не согласна J.J. Tarín и соавт. (2002), которые показали, что кормление самок мышей с 1-го дня отъема от грудного вскармливания до возраста 28 нед привело к снижению частоты наступления беременности, размера помета, общего числа рожденных детенышей и выживаемости самцов до отъема. Этот эффект был связан с меньшим количеством желтых тел в левом яичнике, снижением процента жизнеспособных плодов и большим количеством резорбций плода в левом маточном роге по сравнению с данными контрольной группы [79].
Весьма интересны работы, посвященные изучению влияния соевых продуктов и их компонентов на фертильность мышей. У самцов-мышей при введении в рацион питания соевых продуктов, богатых фитоэстрогенами, было продемонстрировано нормальное мужское поведение и фертильность, однако наблюдалось снижение доли гаплоидных половых клеток в яичках, что коррелировало с уменьшением количества сперматозоидов на 25% и уменьшением размера помета на 21%. Кроме того, при соевой диете отмечено уменьшение размера семенного пузырька, но это не отмечено этот не влияло на его протеолитическую активность [80]. Хотя ранее было показано, что введение генистеина в качестве фитоэстрогена не вызвало какого-либо повреждения яичка, придатка и предстательной железы [81]. У взрослых самок мышей потребление диеты с высоким уровнем фитоэстрогенов способствует увеличению матки, и уменьшает время имплантации плодов [82].
Добавление в рацион питания самцов мышей семян некоторых растений, например Cicer arietinum (нут), приводит к повышению уровня тестостерона и лютеинизирующего гормона в сыворотке крови, количества сперматозоидов и их подвижности [83].
Кроме состава рациона, немаловажным фактором является и консистенция кормов. Согласно современным исследованиям, исключение из рациона питания мышей твердых кормов ухудшает нейрогенез в субвентрикулярной зоне, что приводит к снижению вызванного запахом поведения, за счет высвобождение ГАМК в обонятельной луковице [84, 85].
Мыши большинства линий строят гнезда, когда им доступны материалы для гнездования [86]. Гнездовое поведение наблюдается у молодых и старых животных, самцов и самок, беременных и небеременных мышей [87, 88].
Мыши высоко мотивированы для создания гнезд, даже при них ежедневном разрушении они будут многократно восстанавливать их [87]. Мыши будут выполнять задания (по типу нажатия на рычаг) для доступа к материалу для гнездования [89, 90, 91, 92] и будут терпеть также неприятности, как пересечение мелкой воды [93, 94] или проживание на полу c решеткой [95], для доступа к гнездовому материалу.
Наличие гнездового материала позволяет мышам контролировать их микроокружение [86, 87], избегать агрессивных особей [87, 19, 96], укрываться от света или других внешних воздействий [96, 87].
Мыши, снабженные гнездовым материалом, проводят от 10 до 20% своего времени (днем и ночью), манипулируя этим материалом [97], при этом у них наблюдаются более низкие уровни кортизона и кортикостерона в моче [98, 99].
Наличие гнездового материала приводит к снижению потребления пищи при равном или большем приросте веса по сравнению с таковым в контрольной группе [100; 96, 101, 102]. Это может быть связано с тем, что материал для гнездования позволяет мышам улучшать терморегуляцию, снижая метаболическую потребность в еде и воде [96, 98], напротив, мыши потребляют больше пищи и воды при отсутствии материала гнездования из-за эффекта скуки [97].
При выборе материалов мыши предпочитают гнездовой материал мягкий, волокнистый, рассыпчатый, а не жесткие конструкции типа домиков [87, 95, 98, 103].
Когда предлагается выбор материалов, мыши склонны использовать их комбинацию, для постройки гнезда [87, 96, 104, 105].
В 1999 г. S. Eskola и Е. Kaliste-Korhonen изучали влияние материала для гнездования и количество самок в клетке содержания на репродуктивные показатели мышей линии BALB/c. Для исследования были взяты мыши – 81 самка и 32 самец. Беременных самок рассаживали в клетки в разном количестве от 1 до 3. В качестве материала для гнездования выбрали древесное волокно из осины и бумажное полотенце из переработанной целлюлозы [106]. В течение всего эксперимента ежедневно осматривали клетки и регистрировали репродуктивные показатели.
Согласно результатам эксперимента, вид материала для гнездования не повлиял на репродуктивные показатели самок-мышей BALB/c. Было установлено, что в клетках, где самки содержались по 1, число потомства отнятого от груди было больше, чем в клетках с 2–3 самками (табл. 2).
Таблица 2
Продуктивность мышей линий BALB/c в зависимости от числа самок в клетке (цит. по Eskola S.и Kaliste-Korhonen E., 1999)
Число самок в клетке |
Размер помета |
Число детенышей, отнятых от груди |
Неонатальная смертность, % |
1 (n=6) |
5,3±0,9 |
3,8±1,0 |
12±10 |
2 (n=3) |
4,8±0,9 |
4,9±2,0 |
23±8 |
3 (n=23) |
4,7±1,4 |
5,3±2,0 |
11±9 |
Virginia Moreira и соавт. (2014, 2015) оценивали влияние возраста и изменения окружающей среды, при которых образовались устойчивые пары, на репродуктивную способность мышей BALB/c в течение всей жизни. Были взяты 60 моногамных пар для рандомизированного дизайна с изменением и без изменения окружающей среды, а также возраста спаривания 28, 45 и 60 дней [107].
Материалом обогащения среды служили картонные трубки длиной 10 см и диаметром 4 см. Замена производилась 2 раза в неделю. В течение всего эксперимента ежедневно производился осмотр клеток и регистрировался ряд признаков, связанных с репродуктивными показателями и выживанием помета. В ходе эксперимента было выявлено, что предоставление картонной трубки в клетку снизило как общую смертность помета, так и среднюю смертность до отлучения от груди. Было отмечено, что возраст при 1-м спаривании и общее количество погибшего потомства были напрямую связаны. Спаривание мышей в возрасте 28 и 45 дней привело к более низкому уровню смертности среди потомства, чем в возрасте 60 дней. Таким образом, позднее спаривание мышей BALB/c отрицательно сказывалось на репродуктивных показателях самок.
М. Walker и соавт. (2016) провели исследование по оценке влияния совместного проживания мышей разных линий на статистическую мощность ряда параметров. Исследование было проведено на 240 самках линий C57BL/6, DBA/2 и BALB/c в возрасте от отлучения от матери до 5-месячного возраста, по 3 мыши одной линии в клетке или по 3 мыши разных линий в одной клетке (смешанные трио). В ходе исследования оценивали стандартные поведенческие, физиологические и гематологические параметры [108].
Жизнь в смешанных трио не влияла на благополучие мышей (по показателям уровня метаболитов кортикостерона, стереотипному поведению, признакам агрессии и др.) и не увеличивала дисперсию данных, а даже наоборот – уменьшала. Авторы предполагают, что содержание мышей разных линий в одной клетке имеет ряд преимуществ: позволяет тестировать сразу несколько линий животных и потенциально совершенствует традиционные методы маркировки мышей. Кроме того, этот способ содержания мышей увеличивает статистическую мощность исследования, позволяя использовать гораздо меньше животных.
J.W. Whitaker и соавт. (2016) исследовали влияние добавления элементов обогащения окружающей среды на репродуктивную способность мышей линии BALB/c. В эксперименте 90 пар мышей были разделены на 3 группы.: 1) группа - хлопчатобумажный гнездовой материал; 2) группа - хлопчатобумажный гнездовой материал + бумажное укрытие + свернутая бумажная стружка; 3) группа - бумажное укрытие + купол с колесом. (дописала группы 2 и 3). В течение всего эксперимента проводился ежедневный осмотр клеток, а также регистрировались все репродуктивные параметры, замена клеток проводилась 2 раза в неделю, при этом элементы обогащения также полностью заменялись на чистые. В ходе эксперимента было установлено, что элементы обогащения не оказали существенного влияния на количество рожденного потомства во всех группах, но оказало положительное влияние на количество потомства отнятого от груди на 21-й день после родов самки и интервал до 1-го помета.
Таким образом, при воспроизводстве мышей линии BALB/c необходимо учитывать следующие факторы: температуру и влажность, освещение – интенсивность и цикличность, сезон года, рацион питания, возраст животных, среду обогащения и материал для гнездования, количество беременных самок в 1 клетке содержания, наличие психосоциального стресса и др.
Заменяйте мышей производителей до того, как их репродуктивная способность снизится.
Поддерживайте пары производителей разного возраста путем замены определенного их процента ежемесячно или еженедельно. Колония производителей разного возраста дает более стабильное число детенышей, чем колония производителей одного возраста.
Заменяйте непродуктивных производителей. Непродуктивных производителей определяют по следующим признакам:
Спаривайте мышей в возрасте 6–8 нед. Более молодые мыши обычно размножаются лучше, чем старые. Используйте опытных самцов. Спаривание молодых самок со старшими самцами часто улучшает результаты размножения.
Ведите тщательные и точные записи о разведении. Чтобы оценить показатели размножения колонии мышей, тщательно сохраняйте записи и регулярно проверяйте их. Чем раньше будет обнаружена проблема, тем быстрее ее можно будет устранить. Изучайте и расследуйте отклонения в продуктивности и фенотипе. Сравнивайте показатели размножения вашей колонии с характеристиками вашего поставщика.
Сохраняйте условия окружающей среды для мышей подходящими для них и стабильными.
Периодически проверяйте генотип линии на наличие колоний спонтанных мутантов (в том числе без видимых изменений фенотипа).
Макарова М.Н. – идея, существенный вклад в концепцию работы, написание текста; работа с литературными источниками, утверждение окончательного варианта статьи для публикации. Ильинская М.А. – работа с литературными источниками, написание текста, редактирование текста.
Author contribution. Makarova M. – Conceived the original idea, wrote the manuscript, wrote the manuscript, conducted the literature review, approved the final version of the manuscript. Ilyinskaya M. – supervised the project, approved the final version of the manuscript.