Effect of changes in water-salt balance on ion- and osmoregulatory renal functions in the lake frog

Original article
УДК 612.463+612.465
DOI: 10.57034/2618723X-2023-03-03

N.P. Prutskova*,
Doctor of Biology, Leading Researcher,
https://orcid.org/0000-0002-6007-5712
E.V. Seliverstova,
PhD, Senior Researcher,
https://orcid.org/0000-0003-2096-693X
A.V. Kutina,
PhD, Head of Laboratory of Renal Physiology,
https://orcid.org/0000-0002-8970-9854

Sechenov Institute of Evolutionary Physiology and Biochemistry of the Russian Academy of Sciences,
194223, Russian Federation, Saint Petersburg, Torez Av., 44.

* E-mail: [email protected]

Keywords: amphibians water-salt balance kidney proximal tubule chloride channel
Acknowledgements

The work was carried out within the framework of state assignment No. 075-00967-23-00. Investigations by confocal microscopy were carried out on the basis of the Center for Collective Use of Sechenov Institute of Evolutionary Physiology and Biochemistry of the Russian Academy of Sciences.

For citation:

Prutskova N.P., Seliverstova E.V., Kutina A.V. Effect of changes in water-salt balance on ion- and osmoregulatory renal functions in the lake frog. Laboratory Animals for Science. 2023; 3. https://doi.org/10.57034/2618723X-2023-03-03

Abstract

Changes in the water-salt balance and excretion of ions by the kidney after subcutaneous injections of hypertonic and isotonic NaCl solutions and dehydration were analyzed in lake frogs (Pelophylax ridibundus). The introduction of 0,75 M NaCl and dehydration for 1 hour increased the serum osmolality and Na+ and Cl– concentrations, and injections of isotonic solution did not affect these parameters. The applied treatments increased the level of Na+ and Cl– in the urine, and renal excretion of these ions. The most pronounced changes, including an increase in diuresis and glomerular filtration rate, were found after 0,75 М NaCl injection. In renal proximal tubules, changes in the pattern of the chloride channel (ClC-5), presumably involved in the process of protein endocytosis, were detected. An increase in the number of ClC-5-immunopositive tubule profiles and the intensity of the fluorescent signal in the apical cytoplasm of epithelial cells were revealed by immunohistochemistry and confocal microscopy. Studied effects of hypernatremia, hypervolemia and dehydration may be useful for further investigations of kidney function and mechanisms of epithelial tubular transport in frog models.

Conflict of interest

The authors declare no conflict of interest.

Authors contribution

N.P. Prutskova — conceptualization, design and conduct of experiments, confocal microscopy, working with images, calculations and statistical analysis of data, preparing of illustrations and text of the manuscript.
E.V. Seliverstova — design of experiments, data collection, morphological and immunohistochemical studies, confocal microscopy, editing of the text.
A.V. Kutina — measurements of physiological parameters, working with tabular material, critical analysis of the results obtained, editing of the text.

References

  1. Braun E.D., Dantzler W.H. Vertebrate renal system / In: Dantzler W.H. (ed.) Handbook of Physiology, Section 13. Comparative Physiology. Vol. I. New York: Oxford University Press, 1997. P. 481–576.
  2. Burggren W.W., Warburton S. Amphibians as ani­mal models for laboratory research in physio­logy // Ilar. J. 2007. Vol. 48. N. 3. P. 260–269. DOI: 10.1093/ilar.48.3.260.
  3. Natochin Yu.V. Principles of evolution of the excretory organs and the system of homeostasis // J. Evol. Biochem. Phys. 2019. Vol. 55. N. 5. P. 398–410. DOI: 10.1134/S0022093019050077.
  4. Schwake M., Friedrich T., Jentsch T.J. An internalization signal in ClC-5, an endosomal Cl-channel mutated in Dent’s disease // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276. N. 15. P. 12049–12054. DOI: 10.1074/jbc.M010642200.
  5. Schmieder S., Lindenthal S., Ehrenfeld J. Cloning and characterisation of amphibian ClC-3 and ClC-5 chloride channels // Biochim. Biophys. Acta. 2002. Vol. 1566. N. 1–2. P. 55–66. DOI: 10.1016/s0005-2736(02)00594-1.
  6. McCormick S.D., Bradshaw D. Hormonal control of salt and water balance in vertebrates // Gen. Comp. Endocrinol. 2006. Vol. 147. N. 1. P. 3–8. DOI: 10.1016/j.ygcen.2005.12.009.
  7. Uchiyama M., Konno N. Hormonal regulation of ion and water transport in anuran amphibians // Gen. Comp. Endocrinol. 2006. Vol. 147. N. 1. P. 54–61. DOI: 10.1016/j.ygcen.2005.12.018.
  8. Møbjerg N., Larsen E.H., Novak I. Ion transport mecha­nisms in the mesonephric collecting duct system of the toad Bufo bufo: microelectrode recordings from isolated and perfused tubules // Comp. Biochem. Physiol. A. Mol. Integr. Physiol. 2004. Vol. 137. N. 3. P. 585–595. DOI: 10.1016/j.cbpb.2003.11.015.
  9. Konno N., Hyodo S., Yamada T. et al. Immunolocalization and mRNA expression of the epithelial Na+ channel α-subunit in the kidney and urinary bladder of the marine toad, Bufo marinus, under hyperosmotic conditions // Cell Tissue Res. 2007. Vol. 328. N. 3. P. 583–594. DOI: 10.1007/s00441‑007‑0383‑9.
  10. Hünter M., Horisberger J.D., Stanton B., Giebisch G. The collecting tubule of Amphiuma. I. Electrophysiological characterization // Am. J. Physiol. Renal Physiol. 1987. Vol. 253. N. 6. P. F1263–F1272. DOI: 10.1152/ajprenal.1987.253.6.F1263.
  11. Stoner L.C., Engbretson B.G., Viggiano S.C. et al. Amiloride-sensitive apical membrane sodium channels of everted Ambystoma collecting tubule // J. Membr. Biol. 1995. Vol. 144. N. 2. P. 147–156. DOI: 10.1007/BF00232800.
  12. Jentsch T.J. Discovery of CLC transport proteins: cloning, structure, function, and pathophysiology // J. Physiol. 2015. Vol. 593. N. 18. P. 4091–4109. DOI: 10.1113/JP270043.
  13. Christensen E.I., Birn H., Storm T. et al. Endocy­tic receptors in the renal proximal tubule // Phy­siology (Bethesda). 2012. Vol. 27. N. 4. P. 223–236. DOI: 10.1152/physiol.00022.2012.
  14. Anzenberger U., Bit-Avragim N., Rohr S. et al. Elucidation of megalin/LRP2‑dependent endocytic transport processes in the larval zebrafish pronephros // J. Cell Sci. 2006. Vol. 119. Pt. 10. P. 2127–2137. DOI: 10.1242/jcs.02954.
  15. Christensen E., Raciti D., Reggiani L. et al. Gene expression analysis defines the proximal tubule as the compartment for endocytic receptor-media­ted uptake in the Xenopus pronephric kidney // Pflügers Arch. 2008. Vol. 456. N. 6. P. 1163–1176. DOI: 10.1007/s00424‑008‑0488‑3.
  16. Seliverstova E.V., Prutskova N.P. Receptor-media­ted endocytosis of lysozyme in renal proximal tubules of the frog Rana temporaria // Eur. J. Histochem. 2015. Vol. 59. N. 2. P. 2482. DOI: 10.4081/ejh.2015.2482.
  17. Seliverstova E.V., Romanova I.V., Prutskova N.P. Mole­cular determinants of protein reabsorption in the amphi­bian kidneys // Acta Histochem. 2021. Vol. 123. N. 6. P. 151760. DOI: 10.1016/j.acthis.2021.151760.
  18. Günther W., Lüchow A., Cluzeaud F. et al. ClC-5, the chloride channel mutated in Dent’s disease, colocalizes with the proton pump in endocytotically active kidney cells // Proc. Natl. Acad.Sci. U.S.A. 1998. Vol. 95. N. 14. P. 8075–8080. DOI: 10.1073/pnas.95.14.8075.
  19. Wartosch L., Fuhrmann J.C., Schweizer M. et al. Lysosomal degradation of endocytosed proteins depends on the chloride transport protein ClC-7 // FASEB J. 2009. Vol. 23. N. 12. P. 4056–4068. DOI: 10.1096/fj.09-130880.
  20. Hara-Chikuma M., Yang B., Sonawane N. D. et al. ClC-3 chloride channels facilitate endosomal acidification and chloride accumulation // J. Biol. Chem. 2005. Vol. 280. N. 2. P. 1241–1247. DOI: 10.1074/jbc.M407030200.
  21. Christensen E.I., Devuyst O., Dom G. et al. Loss of chloride channel ClC-5 impairs endocytosis by defective trafficking of megalin and cubilin in kidney proximal tubules // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2003. Vol. 100. N. 14. P. 8472–8477. DOI: 10.1073/pnas.1432873100.
  22. Rickheit G., Wartosch L., Schaffer S. et al. Role of ClC-5 in renal endocytosis is unique among CLC exchangers and does not require PY-motif-dependent ubiquitylation // J. Biol. Chem. 2010. Vol. 285. N. 23. P. 17595–17603. DOI: 10.1074/jbc.M110.115600.
  23. Ferreira H.G., Jesus C.H. Salt adaptation in Bufo bufo // J. Physiol. 1973. Vol. 228. N. 3. P. 583–600. DOI: 10.1113/jphysiol.1973.sp010101.
  24. Scheer B.T., Mumbach M.W. Fluxes of sodium ion in frogs (Rana esculenta) acclimated to solutions of NaCl in lake water and effects of hypophysectomy // Comp. Biochem. Physiol. 1982. Vol. 72A. N. 3. P. 549–558. DOI: 10.1016/0300-9629(82)90121-9.
  25. Nouwen E.J., Kühn E.R. Volumetric control of arginine vasotocin and mesotocin release in the frog (Rana ridi­bunda) // J. Endocrinol. 1985. Vol. 105. N. 3. P. 371–377. DOI: 10.1677/joe.0.1050371.
  26. Katz U. Strategies of adaptation to osmotic stress in anuran amphibian under salt and burrowing conditions // Comp. Biochem. Physiol. 1989. Vol. 93A. N. 3. P. 499–503.
  27. Muir T.J., Costanzo J.P., Lee R.E. Jr. Osmotic and metabolic responses to dehydration and urea-loa­ding in a dormant, terrestrially hibernating frog // J. Comp. Physiol. B. 2007. Vol. 177. N. 8. P. 917–926. DOI: 10.1007/s00360‑007‑0190‑3.
  28. Mayer L.P., Propper C.R. Intra- and extracellular dehydration has no effect on plasma levels of angiotensin II in an amphibian // J. Exp. Zool. 2000. Vol. 286. N. 4. P. 343–349. DOI: 10.1002/(sici)1097-010x(20000301)286:4<343::aid-jez2>3.0.co;2‑z.
  29. Pang P.K.T. Osmoregulatory functions of neurohypo­physial hormones in fishes and amphibians // Amer. Zoologist. 1977. Vol. 17. P. 739–749.
  30. Konno N., Hyodo S., Matsuda K., Uchiyama M. Effect of osmotic stress on expression of a putative facilitative urea transporter in the kidney and urinary bladder of a marine toad, Bufo marinus // J. Exp. Biol. 2006. Vol. 209. Pt. 7. P. 1207–1216. DOI: 10.1242/jeb.02123.
  31. Kutina A.V., Marina A.S., Natochin Yu.V. Effects of exe­natide on glycemia and renal water and ion excretion differ in frogs and rats // J. Evol. Biochem. Physiol. 2016. Vol. 52. N. 3. P. 228–237.
  32. Voituron Y., Eugene M., Barré H. Survial and metabolic re4sponses to freezing by the water frog (Rana ridibu­nda) // J. Exp. Zool. 2003. Vol. 299. N. 2. P. 118–126. DOI: 10.1002/jez.a.10285.
  33. Katz U. NaCl adaptation in Rana ridibunda and a comparison with the euryhaline toad Bufo viridis // J. Exp. Biol. 1975. Vol. 63. N. 3. P. 763–773. DOI: 10.1242/jeb.63.3.763.
  34. Johnson W.E., Propper C.R. Effects of dehydration on plasma osmolality, thirst-related behavior, and plasma and brain angiotensin concentrations in Couch’s spadefoot toad, Scaphiopus couchii // J. Exp. Zool. 2000. Vol. 286. N. 6. P. 572–584. DOI: 10.1002/(sici)1097-010x(20000501)286:6<572::aid-jez4>3.0.co;2‑b.
  35. Coppo J.A., Mussart N.B., Fioranelli S.A. Blood and urine physiological values in farm-cultured Rana cates­beiana (Anura: Ranidae) in Argentina // Rev. Biol. Trop. 2005. Vol. 53. N. 3–4. P. 545–559. DOI: 10.15517/rbt.v53i3-4.14669.
  36. Hopkins G.R., Brodie E.D.Jr. Occurrence of amphi­bians in saline habitats: A review and evolutionary perspective // Herpetological Monographs. 2015. Vol. 29. P. 1–27. DOI: 10.1655/HERPMONOGRAPHS-D-14-00006.
  37. Balinsky J.B. Adaptation of nitrogen metabolism to hyperosmotic environment in Amphibia // J.Exp. Zool. 1981. Vol. 215. N. 3. P. 335–350. DOI: 10.1002/jez.1402150311.
  38. Pohl M., Shan Q., Petsch T. et al. Short-term functional adaptation of aquaporin-1 surface expression in the proximal tubule, a component of glomerulotubular balance // J. Am. Soc. Nephrol. 2015. Vol. 26. P. 1269–1278. DOI: 10.1681/ASN.2014020148.
Received: 2023-04-27
Reviewed: 2023-05-24
Accepted for publication: 2023-08-08

You may be interested

NPO "Home of Pharmacy"

188663, Russia, Leningradskaya oblast', Vsevolozhskij rajon, g.p. Kuz'molovskij, Zavodskaya ulica, 3-245

© 2020 ООО «ИД «Русский врач»