Variability of blood biochemical parameters and establishment of reference intervals in preclinical studies. Part 11: dogs

Original article

УДК 616.15:636.7
DOI: 10.57034/2618723X-2023-04-02

M.V. Miroshnikov*,
PhD, Head of Laboratory Diagnostics Department,
K.T. Sultanova,
PhD, Head of the Department of Experimental Pharmacology and Toxicology,
M.A. Kovaleva,
PhD, Head of the scientific and methodological group,
M.N. Makarova, MD, Director,

Research and manufacturing company “Home оf Pharmacy”,
188663, Russia, Leningrad oblast, Vsevolozhskiy district, Kuzmolovskiy t.s., Zavodskaya st. 3–245.

* E-mail: [email protected]

Keywords: laboratory animals Beagle preclinical research blood serum


The study was performed without external funding.

For citation:

Miroshnikov M.V., Sultanova K.T., Kovaleva M.A., Makarova M.N. Variability of blood biochemical parameters and establishment of reference intervals in preclinical studies. Part 11: dogs. Laboratory Animals for Science. 2023; 4.


Dogs are a common in vivo test system in preclinical studies due to the relatively large body size sufficient for surgical manipulations, as well as the pathophysiology of various diseases similar to humans. A separate point of application of the animal species in question in preclinical studies is the study and therapy of oncological diseases. The aim of the work was to create its own database of reference intervals of biochemical blood parameters of Beagle dogs. These norms are necessary in preclinical studies when asses­sing the state of animal health, monitoring the formed pathological model, as well as checking the safety of the studied drugs. Biological samples used for the formation of reference intervals were obtained from intact animals in research and manufacturing company “Home оf Pharmacy”. All manipulations and experiments carried out were approved by the bioethical commission. The study included 56 males and 48 females. The age of the animals corresponded to the range of 10–18 months, the body weight of females was 7–11 kg, and males 8–14 kg. In order to implement a uniform approach when creating reference intervals, all manipulations were carried out under the same conditions. For the study, blood was used, which was taken from the lateral subcutaneous vein of the leg of the studied animals on an empty stomach, without sedation and anesthesia. The following parameters were recorded in the blood serum of animals: creatinine, urea, alanine aminotransferase, aspartate aminotransferase, alkaline phosphatase, cholesterol, triglycerides, total protein, albumin, glucose, creatine kinase, lactate dehydrogenase and total bilirubin, the albumin-globulin coefficient was calculated. Statistical outliers were estimated using the Tukey method, the type of distribution was determined using the Shapiro—Wilk criterion, paired comparisons between animals of different sexes were carried out using the Mann—Whitney U-test and the Student t-test. The obtained ranges of values of males and females correlated with each other for all the considered indicators, no statistical difference was revealed. When comparing the obtained intervals with the reference ranges of dogs from other literature sources, it was shown that, in general, the ranges of the considered indicators are similar, but there are also differences that can be explained by a wide list of factors. These include the image of keeping animals, as well as the preanalytical and analytical stages of the study. A comparative analysis of the interindividual variability of the biochemical parameters of the blood of dogs and humans showed the presence of some species differences that need to be taken into account in experimental activities.

Conflict of interest

The authors declare no conflict of interest.

Authors contribution

M.V. Miroshnikov — elaboration of the study idea and justification of its relevance, writing, editing and revision of the text, carrying responsibility for all aspects of the study related to the reliability of the data.
K.T. Sultanova — writing and editing of the text, summarising the study results, preparation of the tables.
M.A. Kovaleva — аnalysis of scientific literature and guidelines, scientific editing of the text of the manuscript.
M.N. Makarova — critical review of the manuscript.

  1. ГОСТ Р 53022.2–2008 Технологии лабораторные клинические. Требования к качеству клинических лабораторных исследований. Часть 2. Оценка аналитической надежности методов исследования (точность, чувствительность, специфичность) Москва, 2008. [GOST R 53022.2–2008 Tekhnologii labora tornye klinicheskie. Trebovaniya k kachestvu klinicheskih laboratornyh issledovanij. CHast’ 2. Ocenka analiticheskoj nadezhnosti metodov issledovaniya (tochnost’, chuvstvitel’nost’, specifi chnost’) Moskva, 2008. (In Russ.)].


  1. Barré-Sinoussi F., Montagutelli X. Animal models are essential to biological research: issues and perspectives // Future science OA. 2015. Vol. 1. N. 4.
  2. Ziegler A., Gonzalez L., Blikslager A. Large animal mo­dels: the key to translational discovery in digestive dise­ase research // Cellular and molecular gastroenterology and hepatology. 2016. Vol. 2. N. 6. P. 716–724.
  3. Луговик И.А., Шекунова Е.В. Оценка использования различных формул коррекции интервала QT (QTc) и референтные интервалы ЭКГ у наркотизированных собак породы бигль // Лабораторные животные для научных исследований. 2022. № 2. С. 32–43. [Lugovik I.A., SHekunova E.V. Ocenka ispol’zovaniya razlichnyh formul korrekcii intervala QT (QTc) i referentnye intervaly EKG u narkotizirovannyh sobak porody bigl’ // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnyh issledovanij. 2022. N. 2. P. 32–43. (In Russ.)].
  4. Schulte E., Arlt S.P. What Kinds of Dogs Are Used in Clinical and Experimental Research? // Animals. 2022. Vol. 12. N. 12. P. 1487.
  5. Byrom M.J., Bannon P. G., White G.H. et al. Animal models for the assessment of novel vascular conduits // Journal of vascular surgery. 2010. Vol. 52. N. 1. P. 176–195.
  6. Freudenberger T., Kranz B., Lehmann W. et al. Identification of two preclinical canine models of atrial fibrillation to facilitate drug discovery // Heart Rhythm. 2021. Vol. 18. N. 4. P. 632–640.
  7. Narayan S.K., Grace Cherian S., Babu Phaniti P. et al. Preclinical animal studies in ischemic stroke: Challenges and some solutions // Animal Models and Experimental Medicine. 2021. Vol. 4. N. 2. P. 104–115.
  8. Packialakshmi B., Stewart I.J., Burmeister D.M. et al. Large animal models for translational research in acute kidney injury // Renal Failure. 2020. Vol. 42. N. 1. P. 1042–1058.
  9. Farrell M., Draffan D., Gemmill T. et al. In vitro validation of a technique for assessment of canine and feline elbow joint collateral ligament integrity and description of a new method for collateral ligament prosthetic replacement // Veterinary surgery. 2007. Vol. 36. N. 6. P. 548–556.
  10. Lambertini C., Pietra M., Galiazzo G. et al. Incidence of gastroesophageal reflux in dogs undergoing orthopaedic surgery or endoscopic evaluation of the upper gastrointestinal tract // Veterinary Sciences. 2020. Vol. 7. N. 4. P. 144.
  11. Tanner L., Single A.B. Animal models reflecting chronic obstructive pulmonary disease and related respiratory disorders: translating pre-clinical data into clinical relevance // Journal of innate immunity. 2020. Vol. 12. N. 3. P. 203–225.
  12. Kortegaard H.E., Eriksen T., Baelum V. Periodontal disease in research beagle dogs — an epidemiological study // Journal of small animal practice. 2008. Vol. 49. N. 12. P. 610–616.
  13. Beltran W.A. The use of canine models of inherited retinal degeneration to test novel therapeutic approaches // Ve­terinary ophthalmology. 2009. Vol. 12. N. 3. P. 192–204.
  14. Xu J., Fu Q., Chen X. et al. Advances in pharmacotherapy of cataracts // Annals of Translational Medicine. 2020. Vol. 8. N. 22.
  15. Rowell J.L., McCarthy D.O., Alvarez C.E. Dog models of natu­rally occurring cancer // Trends in molecular medicine. 2011. Vol. 17. N. 7. P. 380–388.
  16. Sun F., Báez-Díaz C., Sánchez-Margallo F.M. Canine prostate models in preclinical studies of minimally invasive interventions: Part I, canine prostate anatomy and prostate cancer models // Translational andrology and urology. 2017. Vol. 6. N. 3. P. 538.
  17. Paoloni M., Khanna C. Translation of new cancer treatments from pet dogs to humans // Nature Reviews Cancer. 2008. Vol. 8. N. 2. P. 147–156.
  18. Hansen K., Khanna C. Spontaneous and genetically engineered animal models: use in preclinical cancer drug development // European Journal of Cancer. 2004. Vol. 40. N. 6. P. 858–880.
  19. Court M.H. Canine cytochrome P450 (CYP) pharmaco­genetics // The Veterinary Clinics of North America. Small Animal Practice. 2013. Vol. 43. N. 5. P. 1027.
  20. Nishimuta H., Nakagawa T., Nomura N. et al. Species differences in hepatic and intestinal metabolic activities for 43 human cytochrome P450 substrates between humans and rats or dogs // Xenobiotica. 2013. Vol. 43. N. 11. P. 948–955.
  21. Mills B.M., Zaya M.J., Walters R.R. et al. Current cytochrome P450 phenotyping methods applied to metabolic drug-drug interaction prediction in dogs // Drug metabolism and disposition. 2010. Vol. 38. N. 3. P. 396–404.
  22. Chen J., Tran C., Xiao L. et al. Co-induction of CYP3A12 and 3A26 in dog liver slices by xenobiotics: species difference between human and dog CYP3A induction // Drug Metabolism Letters. 2009. Vol. 3. N. 1. P. 61–66.
  23. Мирошников М.В., Макарова М.Н. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референсных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 4: мыши // Лабораторные животные для научных исследований. 2021. № 3. С. 64–70. [Miroshnikov M.V., Makarova M.N. Variabel’nost’ biohimicheskih pokazatelej krovi i ustanovlenie referensnyh intervalov v doklinicheskih issledovaniyah. Soobshchenie 4: myshi // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnyh issledovanij. 2021. N. 3. P. 64–70. (In Russ.)].
  24. Мирошников М.В., Султанова К.Т., Ковалева М.А., Макарова М.Н. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референсных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 5: хорьки // Лабораторные животные для научных исследований. 2021. № 4. С. 29–39. [Miroshnikov M.V., Sultanova K.T., Kovaleva M.A., Makarova M.N. Variabel’nost’ biohimicheskih pokazatelej krovi i ustanovlenie referensnyh intervalov v doklinicheskih issledovaniyah. Soobshchenie 5: hor’ki // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnyh issledovanij. 2021. N. 4. P. 29–39. (In Russ.)].
  25. Мирошников М.В., Султанова К.Т., Ковалева М.А., Макарова М.Н. Вариабельность биохимических показателей крови и установление референтных интервалов в доклинических исследованиях. Сообщение 6: яванские макаки // Лабораторные животные для научных исследований. 2022. № 2. С. 14–25. [Miroshnikov M.V., Sultanova K.T., Kovaleva M.A., Makarova M.N. Variabel’nost’ biohimicheskih pokazatelej krovi i ustanovlenie referentnyh intervalov v dokliniche­skih issledovaniyah. Soobshchenie 6: yavanskie makaki // Laboratornye zhivotnye dlya nauchnyh issledovanij. 2022. N. 2. P. 14–25. (In Russ.)].
  26. Лившиц В.М., Сидельникова В.И. Биохимические анализы в клинике: справ.-3-е изд. 2011. [Livshits V.M., Sidel’nikova V.I. Biokhimicheskie analizy v klinike: sprav.-3-e izd. 2011. (In Russ.)].
  27. Ингерлейб М.Б. Медицинские анализы. Самый полный современный справочник / М.Б. Ингерлейб. Москва: Изд-во АСТ, 2015. 416 с. [Ingerleib M.B. Meditsinskie analizy. Samyi polnyi sovremennyi spravochnik / M.B. Ingerleib. Moskva: Izd-vo AST, 2015. 416 p. (In Russ.)].
  28. Nemzek J.A., Lester P.A., Wolfe A.M. et al. Biology and dise­ases of dogs // Laboratory animal medicine (Academic Press). 2015. P. 511–554.
  29. Choi S.Y., Hwang J.S., Kim I.H. et al. Basic data on the hematology, serum biochemistry, urology, and organ weights of beagle dogs // Laboratory animal research. 2011. Vol. 27. N. 4. P. 283–291.
  30. Miglio A., Gavazza A., Siepi D. et al. Hematological and biochemical reference intervals for 5 adult hunting dog breeds using a blood donor database // Animals. 2020. Vol. 10. N. 7. 1212.
  31. Dunlop M.M., Sanchez-Vazquez M.J., Freeman K.P. et al. Determination of serum biochemistry reference intervals in a large sample of adult greyhounds // Journal of Small Animal Practice. 2011. Vol. 52. N. 1. P. 4–10.
  32. Cornell University, college of university. URL: (дата обращения: 08.2023).
  33. Kley S., Tschudi P., Busato A. et al. Establishing canine clini­cal chemistry reference values for the Hitachi® 912 using the International Federation of Clinical Chemistry (IFCC) recommendations // Comparative clinical pathology. 2003. Vol. 12. N. 2. P. 106–112.
  34. Vet Union. URL: (дата обращения: 08.2023).
  35. Davis U.C. Clinical chemistry reference intervals. 2009.
  36. Reference Guide — Veterinary Diagnostic Services Labo­ratory. URL: (дата обращения: 08.2023).
  37. Veterinary Medical Teaching Hospital University of Cali­fornia. URL: (дата обращения: 08.2023).
  38. Iowa State Universitu College of veterinary medicine. URL:­nce-intervals (дата обращения: 08.2023).
  39. Mesher C.I., Rej R., Stokol T. Alanine aminotransferase apoenzyme in dogs // Veterinary clinical pathology. 1998. Vol. 27. N. 1. P. 26–30.
  40. Center S.A. Interpretation of liver enzymes // Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice. 2007. Vol. 37. N. 2. P. 297–333.
  41. Sharon A. Enzyme activity in hepatic disease in small animals // Merck Sharp and Dohme Corp., a subsidiary of Merck and Co., inc., White house Station, NJ, USA. 2013. Р. 145.
  42. Ullal T., Ambrosini Y., Rao S. et al. Retrospective evaluation of cyclosporine in the treatment of presumed idiopathic chronic hepatitis in dogs // Journal of veterinary internal medicine. 2019. Vol. 33. N. 5. P. 2046–2056.
  43. Bunch S.E. Hepatotoxicity associated with pharmacolo­gic agents in dogs and cats // Veterinary Clinics of North Ameri­ca: Small Animal Practice. 1993. Vol. 23. N. 3. P. 659–670.
  44. Aktas M., Auguste D., Lefebvre H.P. et al. Creatine kinase in the dog: a review // Veterinary research communications 1993. Vol. 17. N. 5. P. 353–369.
  45. Merckvetmanual. URL: (дата обращения: 08.2023).
  46. Conner B.J. Treating hypoalbuminemia // Veterinary Cli­nics: Small Animal Practice. 2017. Vol. 47. N. 2. P. 451–459.
  47. Rand J.S. Diabetes Mellitus in Dogs and Cats // Clinical Small Animal Internal Medicine. 2020. P. 93–102.
  48. Idowu O., Heading K. Hypoglycemia in dogs: Causes, management, and diagnosis // The Canadian Veterinary Journal. 2018. Vol. 6. P. 642.
  49. Braun J.P., Lefebvre H.P., Watson A.D. J. Creatinine in the dog: a review // Veterinary Clinical Pathology. 2003. Vol. 32. N. 4. P. 162–179.
  50. De Loor J., Daminet S., Smets P. et al. Urinary biomarkers for acute kidney injury in dogs // Journal of veterinary internal medicine. 2013. Vol. 27. N. 5. P. 998–1010.
  51. Milne E.M., Doxey D.L. Lactate dehydrogenase and its isoenzymes in the tissues and sera of clinically normal dogs // Research in veterinary science. 1987. Vol. 43. N. 2. P. 222–224.
  52. Klein R., Nagy O., Tóthová C. et al. Clinical and diagnostic significance of lactate dehydrogenase and its isoenzymes in animals // Veterinary medicine international. 2020. P. 2020.
  53. Xenoulis P.G., Steiner J.M. Lipid metabolism and hyperlipi­demia in dogs // The Veterinary Journal. 2010. Vol. 183. N. 1. P. 12–21.

Received: 2023-09-21
Reviewed: 2023-10-17
Accepted for publication: 2023-11-29

You may be interested