Почвенная нематода Caenorhabditis elegans как модель для изучения паразитических нематод

Обзор
УДК 595.132+615.284
DOI: 10.57034/2618723X-2024-01-07

Т.Б. Калинникова,
кандидат биологических наук, ведущий научный сотрудник,
https://orcid.org/0000-0001-8849-3425

Институт проблем экологии и недропользования Академии наук Республики Татарстан,
420089, Россия, г. Казань, ул. Даурская, 28.

E-mail: [email protected]

Ключевые слова: Caenorhabditis elegans паразитические Nematoda нематоциды
Благодарности

Работа выполнена без спонсорской поддержки.

Для цитирования:

Калинникова Т.Б. Почвенная нематода Caenorhabditis elegans как модель для изучения паразитических нематод. Лабораторные животные для научных исследований. 2024; 1. https://doi.org/10.57034/2618723X-2024-01-07

Резюме

Свободноживущая почвенная нематода Caenorhabditis elegans (C. elegans) используется в качестве модельного организма в биологических исследованиях с середины 1960-х годов. Преимуществами C. elegans как экспериментальной модели для изучения биологии Metazoa являются короткий жизненный цикл, маленькие размеры тела, высокая плодовитость, простота и дешевизна выращивания в лаборатории и безопасность для исследователей. Дискуссия о возможности использования C. elegans как модели паразитических нематод ведется с первых упоминаний этой нематоды в научной литературе. В этой статье приведен обзор экспериментальных исследований, показывающих, что во многих случаях вещества, токсичные для C. elegans, токсичны для паразитических нематод, и наоборот. Это позволяет сделать вывод о перспективности использования C. elegans для первичного скрининга веществ с нематоцидной активностью с последующим их тестированием на паразитических нематодах. Не вызывает сомнения и возможность использования C. elegans для понимания механизмов действия нематоцидов. В целом, можно сделать вывод, что C. elegans является полезной моделью как для поиска новых веществ с антигельминтной активностью, так и для решения проблемы преодоления лекарственной устойчивости гельминтов.

Введение

Свободноживущая почвенная нематода Caenorhabditis elegans (C. elegans) была предложена в качестве модельного организма Сиднеем Бреннером в середине 1960-⁠х годов [1]. Преимуществами C. elegans как экспериментальной модели для изучения биологии Metazoa являются короткий жизненный цикл, маленькие размеры тела, высокая плодовитость (около 300 потомков у одной особи), простота и дешевизна выращивания в лаборатории и безопасность для исследователей (в отличие от паразитических нематод C. elegans не может размножаться и развиваться при температуре тела человека) [1–3].

Возможность культивирования C. elegans в лаборатории в стандартных условиях на искусственной среде сделала эту нематоду удобным объектом для изучения антигельминтной активности химических соединений. Сторонники таких исследований опираются на сходство общего плана строения тела и физиологии C. elegans и паразитических нематод, а также на особенности строения и функций нервной системы, характерные для всех нематод. Между тем вопрос о корректности экстраполяции данных, полученных в экспериментах с C. elegans, на всех представителей типа Nematoda остается открытым.

Цель настоящей работы — проведение анализа научной литературы, подтверждающей возможность использования C. elegans для оценки эффективности антигельминтных препаратов.

Материал и методы

Представленный обзор обобщает научные публикации об использовании C. elegans в качестве модели для изучения паразитических Nematoda. Поиск публикаций проводили в базах данных PubMed и Google Scholar. В обзор включали публикации, доступные для поиска на 28.11.23. Поиск информации осуществляли на основе ключевых слов. Ключевые слова были определены на русском и английском языках: «Caenorhabditis elegans + parasitic nematodes + anthelmintic researches + nematicides + anthelmintic drugs» и «Caenorhabditis elegans + паразитические нематоды + антигельминтные препараты + нематоциды».

Особенности Caenorhabditis elegans как модельного организма для изучения антигельминтных препаратов

Поиск новых веществ для борьбы с паразитическими нематодами осложняется многими факторами, к которым относятся особенности жизненного цикла, невозможность культивирования многих паразитических нематод вне организма хозяина, трудности получения в лаборатории удобных для исследования in vitro стадий развития нематод, недостаток знаний о генетике, нейрохимии и молекулярной биологии паразитических нематод, высокая стоимость экспериментов. Обойти большинство этих ограничений позволяет использование в качестве модельного организма свободноживущей почвенной нематоды C. elegans. При этом открытым остается вопрос о возможности экстраполяции данных, полученных при исследовании C. elegans, на всех представителей типа Nematoda как свободноживущих, так и паразитических. Обсуждению этого вопроса посвящено несколько обзоров [2, 4–8]. Несмотря на большие различия жизненного цикла и среды обитания свободноживущих и паразитических нематод, сходство общего плана строения тела и физиологии делает C. elegans удобной моделью для изучения антигельминтных препаратов. Строение и функции нервно-⁠мышечной системы нематод высококонсервативны в эволюции. Одной из особенностей строения нервной системы многих нематод является ее простота. Например, нервная система C. elegans состоит всего из 302 нейронов, родословная, расположение, морфология и функции каждого строго фиксированы. То же самое можно сказать и про нервную систему Ascaris suum (A. suum), состоящую из 298 нейронов. Брюшная нервная цепочка C. elegans и A. suum состоит соответственно из 57 и 55 моторных нейронов, относящихся к семи подтипам, и каждому нейрону C. elegans соответствует гомологичный нейрон A. suum [9]. Все нематоды используют ацетилхолин, γ-⁠аминомасляную кислоту (ГАМК) и глутамат в качестве нейротрансмиттеров. Особенностью фармакологии нервной системы всех нематод, включая C. elegans, является использование большого количества нейропептидов наряду с классическими нейротрансмиттерами [6, 8, 10]. В целом, можно говорить, что C. elegans отличается от других видов нематод не более чем разные виды нематод разнятся между собой [6].

Несмотря на явные преимущества C. elegans в качестве модельного организма, эта модель, как и многие другие, имеет определенные ограничения. Известно большое количество видоспецифических генов паразитических нематод, не имеющих гомологов в геноме C. elegans, и наоборот. Примерно 25% генов уникальны для каждого из видов Nematoda. Все это определяет необходимость проведения параллельных исследований C. elegans и паразитических нематод [2, 11]. Наличие у C. elegans кутикулы, защищающей ее от внешних воздействий как физических, так и химических, предъявляет особые требования к дизайну экспериментов. Сюда относятся повышение концентрации исследуемых веществ, использование добавок, облегчающих проникновение веществ через кутикулу, и применение мутантных линий с повышенной проницаемостью кутикулы.

Результаты исследований, в которых изу­чается действие токсикантов одновременно на C. elegans и паразитических нематод, позволяют использовать C. elegans в качестве первичного фильтра при скрининге для выявления потенциальных нематоцидов с последующим их изучением на паразитических нематодах [4, 6–7, 12–15]. Помимо поиска эффективных антигельминтных средств, исследования C. elegans благодаря наличию большого количества мутантных линий позволяют идентифицировать молекулярные мишени и механизмы действия нематоцидов [6, 7]. Это в свою очередь имеет большое значение для решения проблемы лекарственной устойчивости гельминтов.

Caenorhabditis elegans как модель для изучения метаболизма нематод

C. elegans является удобной моделью для изучения биохимических процессов в организмах нематод на всех уровнях организации (клетки, ткани, органы, целый организм). У нематод имеется несколько особенностей метаболизма, отличающих их от других животных. Особенностью всех нематод является использование альтернативной электрон-⁠транспортной цепи, в которой конечным акцептором электронов является не кислород, а фумарат; в качестве переносчика электронов вместо убихинона используется родохинон [2, 16]. Еще одной особенностью метаболизма C. elegans и других нематод, отличающей их от млекопитающих, является глиоксилатный цикл, представляющий собой видоизмененный цикл трикарбоновых кислот. Глиоксилатный цикл характерен для всех нематод на стадии эмбриогенеза и покоящихся форм [17]. Другой особенностью, характерной для нематод, является трегалозный цикл, в результате которого синтезируется трегалоза — дисахарид, необходимый для защиты организма от неблагоприятных воздействий окружающей среды, таких как высыхание, осмотический стресс, аноксия, замораживание, высокая и низкая температура среды [17]. Помимо этого, трегалозный цикл является ключевым метаболическим путем глюконеогенеза у нематод [18, 19].

Необходимо упомянуть и отсутствие у нематод, включая C. elegans, ферментов, необходимых для синтеза гема; нематоды получают гем из экзогенных ресурсов [20]. Гены переносчиков гема были выявлены не только у C. elegans, но и у паразитической нематоды Brugia malayi [21]. В отличие от позвоночных животных нематоды не способны синтезировать de novo стеролы, в частности, холестерин [22]. В качестве сигнальных молекул нематоды используют такие вещества, как аскарозиды, немамиды, дафахроновая кислота и др. [23, 24].

Молекулярные мишени и механизмы действия антигельминтных препаратов у Caenorhabditis elegans и паразитических нематод

Бензимидазолы (альбендазол, мебендазол, беномил и др.) используют с 1960-⁠х годов для лечения животных и человека при гельминтозах [6–7, 25]. Антигельминтное действие бензимидазолов основано на их взаимодействии с β-⁠тубулином. Устойчивость C. elegans к бензимидазолам определяется мутацией гена ben-⁠1, кодирующего β-⁠тубулин. Устойчивость Haemonchus contortus к бензимидазолам также связана с наличием специфических аллелей гена β-⁠тубулина [6, 7].

Мишенью действия многих пестицидов и лекарственных препаратов является холинергическая синаптическая трансмиссия. Одним из первых инсектицидов был никотин, агонист никотиновых рецепторов ацетилхолина (н-⁠холинорецепторов). Многие препараты, которые применяют для лечения гельминтозов у человека и животных, являются агонистами (левамизол, пирантел, оксантел, монепантел и др.) либо антагонистами (спироиндолы) н-⁠холинорецепторов [6, 7, 26–34].

Первые мутантные линии C. elegans были описаны в работе S. Brenner [1]. Среди этих мутантов были нематоды, способные передвигаться по агару, содержащему 10–4 М левамизола, быстрее, чем нематоды линии дикого типа. У устойчивых к левамизолу мутантов наблюдались изменения поведения, сходные с теми, которые вызывал ингибитор ацетилхолинэстеразы ланнат, и это позволило S. Brenner [1] сделать вывод, что левамизол является агонистом ацетилхолина. Позднее были описаны гены всех пяти белковых субъединиц рецептора левамизола [35–37]. Электрофизиологические исследования паразитической нематоды Oesophagostomum dentatum показали, что изменения свойств н-⁠холинорецепторов определяют устойчивость не только к левамизолу, но и к другому агонисту ацетилхолина пирантелу [35].

Как у позвоночных, так и у беспозвоночных животных н-⁠холинорецепторы являются лигандзависимыми ионными каналами, состоящими из пяти белковых субъединиц. Идентифицированные рецепторы ацетилхолина различаются между собой как по селективности формируемых ими ионных каналов, так и по чувствительности к агонистам и антагонистам [26, 38, 39]. Семейство генов н-⁠холинорецепторов у C. elegans состоит из 29 генов, которые объединяют в 5 групп. Наибольший интерес для исследователей представляет группа ACR-⁠16, состоящая из 11 субъединиц, соответствующих α7-⁠субъ­единицам н-⁠холинорецепторов человека. У C. elegans ACR-⁠16 формирует гомомерный н-⁠холинорецептор N-⁠субтипа, чувствительный к никотину. Для формирования рецептора, чувствительного к левамизолу (рецептор L-⁠субтипа), необходима коэкспрессия пяти различных субъединиц н-⁠холинорецепторов: двух α-⁠субъединиц (UNC-⁠38 и UNC-⁠63) и трех не-⁠α-⁠субъединиц (UNC-⁠29, LEV-⁠1 и LEV-⁠8).

Изученные к настоящему времени семейства генов н-⁠холинорецепторов у других беспозвоночных существенно меньше, чем у C. elegans. У нематоды Brugia malayi (B. malayi), поражающей лимфатическую систему человека, и у Trichinella spiralis (T. spiralis) — паразита плотоядных млекопитающих, включая человека, выявлено по 8 субъединиц н-⁠холинорецепторов. Как и у C. elegans, эти субъединицы объединяются в 5 групп. Отсутствие у B. malayi и T. spiralis ортологов LEV-⁠1 и LEV-⁠8 может свидетельствовать о более простой структуре н-⁠холинорецептора L-⁠субтипа у паразитических нематод. Этот вывод подтверждается исследованием паразитической нематоды Ascaris suum (A. suum), у которой для формирования н-⁠холинорецепторов достаточно двух субъединиц: UNC-⁠38 и UNC-⁠29. Формирование рецептора L-⁠ или N-⁠субтипа зависит от соотношения UNC-⁠38:UNC-⁠29 соответственно 1:5 или 5:1. Преобладание UNC-⁠29 приводит к формированию рецептора L-⁠субтипа, а UNC-⁠38 формирует рецептор N-⁠субтипа [40]. В отличие от C. elegans рецептор левамизола у A. suum может активироваться высокими концентрациями никотина [41,42]. Помимо рецепторов L-⁠ и N-⁠субтипа, у A. suum выявлен чувствительный к бефениуму н-⁠холинорецептор B-⁠субтипа [6, 28, 43].

В работе R. Kaminsky и соавт. [15] описана устойчивость C. elegans и паразитических нематод (Haemonchus contortus, Trichostrongylus colubriformis, Cooperia oncophora, Ostertagia ostertagi, Nematodirus spathiger, Teladorsagia circumcincta и Chabertia ovina) к производным аминоацетонитрила (AADs). В экспериментах с C. elegans показано, что мишенью действия этих соединений является н-⁠холинорецептор, отличный от рецепторов L-⁠ и N-⁠субтипа. Устойчивость C. elegans к AADs определяется мутациями в генах acr-⁠17 и acr-⁠23, относящихся к семейству DEG-⁠3 н-⁠холинорецепторов. У C. elegans и Haemonchus contortus (H. contortus) были идентифицированы гены des-⁠2, также относящиеся к семейству DEG-⁠3. У H. contortus, устойчивых к AADs, функции гена des-⁠2 были нарушены частично или полностью, в то время как у C. elegans мутации этого гена не вызывали устойчивости к AADs. Устойчивость к AADs была выявлена и у H. contortus с мутациями в гене, гомологичном гену acr-⁠23 C. elegans [6, 15].

Макроциклические лактоны в качестве антигельминтных препаратов используются с 1980-⁠х годов. Первыми препаратами этой группы были авермектин, выделенный из Streptomyces avermitilis, и его полусинтетический аналог ивермектин [6, 7, 44, 45]. Показано, что ивермектин взаимодействует со многими лигандзависимыми ионными каналами с наибольшим сродством к глутаматзависимым Cl–-⁠каналам (GluCls), что и определяет его высокую антигельминтную активность. У C. elegans устойчивость к ивермектину определяется тремя генами (avr-⁠15, avr-⁠14 и glc-⁠1), кодирующими α-⁠субъединицы GluCls [6, 7, 45]. Мишенями действия макроциклических лактонов в организмах паразитических нематод также являются GluCls. Гены, кодирующие GluCl-⁠подобные каналы, были обнаружены у H. contortus, A. suum, Dirofilaria immits и Onchocerca volvulus [6, 7, 45].

Изучение кинома C. elegans позволило выявить в организме этой нематоды 17 киназ, которые могут быть потенциальными мишенями действия лекарственных препаратов. По мнению авторов исследования [46], 3 из этих киназ (EGFR/⁠LET-⁠23, MEK1/⁠MEK-⁠2 и PLK1/⁠PLK-⁠1) можно рассматривать как потенциальные мишени при разработке новых антигельминтиков. Ранее [47–49] было показано, что EGFR/⁠ERK-⁠ и MEK/⁠ERK-⁠киназы являются терапевтическими мишенями в организме Echinococcus multilocularis. Мишенями действия нематоцидов в организме Schistasoma mansoni являются EGFR/⁠ERK-⁠ и PLK1-⁠киназы [50–52].

Токсическое действие химических соединений на Caenorhabditis elegans и паразитических нематод

В настоящее время C. elegans является одной из наиболее привлекательных моделей как для изучения механизмов и молекулярных мишеней токсического действия существующих нематоцидов, так и для поиска новых веществ с нематоцидной активностью. Первые результаты таких исследований были опубликованы в 1970-⁠е годы, и с тех пор их количество ежегодно возрастает [1, 6–8, 12, 29–31, 34, 35, 42, 45, 53]. Регулярное применение лекарств для профилактики гельминтозов у сельскохозяйственных животных привело к появлению устойчивых к антигельминтикам форм паразитов и, как следствие, стимулировало поиск новых веществ с нематоцидной активностью и изучение механизмов и мишеней их действия на паразитических нематод [25, 53, 54]. При этом возможности проведения экспериментов с паразитическими нематодами in vitro ограничиваются их высокой стоимостью, сложностью жизненного цикла паразитов, невозможностью их культивирования вне организма хозяина, недостатком знаний о молекулярной генетике и ограниченным набором молекулярных методов исследования. Поэтому наиболее перспективными являются исследования, в которых оценивается нематоцидная активность одних и тех же препаратов одновременно в экспериментах с паразитическими нематодами и C. elegans.

В работе А. Burns и соавт. [13] описаны результаты скрининга 67 012 соединений на нематоцидную активность с использованием C. elegans в качестве тест-⁠объекта. Среди всех исследованных веществ 275 вызывали гибель C. elegans в концентрации 60 мкМ и менее. Из этих 275 веществ 129 и 116 вызывали гибель не менее 90% Cooperia onchophora и H. contortus соответственно, а 103 обладали нематоцидной активностью в отношении всех трех видов нематод [13]. Скрининг более 26 000 химических соединений позволил выявить 14 веществ, оказывающих негативное влияние на развитие и плодовитость C. elegans. Эти вещества были токсичны для близкородственного C. elegans вида свободноживущих почвенных нематод Caenorhabditis briggsae и Meloidogyne hapla, паразитирующих на растениях [12]. В экспериментах с C. elegans показана нематоцидная активность толфенпирада, который используется в качестве контактного инсектицида [55]. Нематоцидная активность толфенпирада была выявлена и в отношении H. contortus [56]. Нематоцидная активность перексилина была подтверждена в экспериментах с C. elegans, H. contortus и Onchocerca lienalis (O. lienalis). Перексилин снижал двигательную активность C. elegans и H. contortus и вызывал паралич O. lienalis. Кроме этого, перексилин снижал уровень потребления кислорода C. elegans [14]. Содержащийся в корнях бархатцев Tagetes spp. α-⁠тертиенил в концентрации 1, 2,5 и 5 мкМ вызывал гибель покоящихся личинок C. elegans и Meloidogyne incognita (M. incognita). Полулетальная концентрация (LC50) без фотоактивации составила 0,72±0,06 мкМ для C. elegans и 0,84±0,06 мкМ для M. incognita, а с фотоактивацией — соответственно 0,28±0,02 и 0,37±0,03 мкМ [57].

Токсическое действие микроорганизмов на Caenorhabditis elegans и паразитических нематод

Одним из методов борьбы с фитопаразитическими нематодами является использование бактерий. В работе S. Montalvão и соавт. [58] показано, что штаммы Bacillus thuringiensis, токсичные для M. incognita в экспериментах in vivo и in vitro, вызывают гибель C. elegans in vitro. Таким образом, C. elegans можно использовать для предсказания токсичности бактериальных штаммов для M. incognita и других нематод, паразитирующих на растениях.

Выращивание C. elegans на среде, содержащей бактерии Xenorhabdus budapestensis, X. szentirmaii, X. doucetiae и X. nematophila в качестве источника питания, приводило к гибели нематод в течение 2–3 дней. Свободные от клеток супернатанты X. budapestensis, X. szentirmaii и X. doucetiae вызывали гибель соответственно 91,0; 90,3 и 77,0% C. elegans в течение 48 ч. Супернантанты X. szentirmaii и X. nematophila были токсичны для фитопаразитической нематоды Meloidogyne javanica, вызывая гибель соответственно 93,3% и 86,6% особей за 48 ч. Наиболее токсичными для нематод оказались выделенные из Xenohrabdus spp. фабклавины, рабдопептиды и ксенокумацины, которые вызывали за 48 ч гибель 95,3; 74,6 и 72,6% C. elegans и 82,0; 90,0 и 85,3% M. javanica соответственно [59].

Streptomyces spp. продуцируют большое количество биологически активных вторичных метаболитов. Многие из этих метаболитов обладают нематоцидной активностью. В качестве примера можно привести авермектин, продуцируемый S. avermitilis. Его полусинтетический аналог ивермектин вызывает паралич C. elegans и нарушает работу мышц глотки. Ивермектин подавляет пищевое поведение у паразитических нематод H. contortus, B. malayi, Trichostrongylus colubriformis и некоторых других [6, 7, 45]. Экстракт штамма Streptomyces sp. DT10 вызывал 100% летальность C. elegans. Выделенный из этого экстракта спектинабилин приводил к гибели личинок C. elegans первого возраста и нарушал двигательную активность личинок четвертого возраста. Нематоцидная активность спектинабилина была выявлена и в отношении личинок M. incognita [60].

Заключение

Свободноживущая почвенная нематода C. elegans используется в качестве модельного организма в биологических исследованиях с середины 1960-⁠х годов. Изучение C. elegans позволило разработать новые методы исследования различных биологических процессов. Кроме того, C. elegans оказалась привлекательной моделью для паразитологов. Эксперименты с C. elegans позволяют in vitro проводить поиск веществ с нематоцидной активностью, выявлять молекулярные мишени действия нематоцидов и изучать механизмы лекарственной устойчивости гельминтов. Справедливости ради следует отметить, что к настоящему времени на рынке антигельминтиков нет ни одного препарата, разработанного по результатам скрининга с использованием C. elegans. При этом надо иметь в виду, что поиск новых антигельминтных препаратов — это сфера деятельности, успех в которой достигается не часто. Это связано с особыми требованиями к таким лекарствам. Антигельминтные препараты должны обладать высокой эффективностью против паразитов, но быть нетоксичными для организма хозяина. Необходимо учитывать возможность накопления нематоцидов в тканях сельскохозяйственных животных и растений, используемых для питания человека. Нематоциды, используемые для обработки растений против фитопаразитических нематод, должны обладать высокой избирательностью, чтобы не причинять вред беспозвоночным, не являющимся мишенями их действия.

Дискуссия о возможности использования C. elegans как модели паразитических нематод ведется с первых упоминаний этой нематоды в научной литературе. Приведенные в настоящей статье данные показывают, что во многих случаях вещества, токсичные для C. elegans, токсичны для паразитических нематод, и наоборот. Вещества, вызывавшие гибель C. elegans, в 15 раз чаще приводили к гибели паразитических нематод, чем случайно выбранные. Кроме того, 40% веществ, летальных для C. elegans, были летальны для C. oncophora и H. contortus. Это и ряд других исследований позволяет сделать вывод о перспективности использования C. elegans в качестве альтернативной тест-⁠системы в доклинических исследованиях для первичного скрининга антигельминтных препаратов с последующим их тестированием на паразитических нематодах. Такой подход позволит уменьшить количество позвоночных животных, требующихся для тестирования, снизить стоимость и сократить сроки исследования. Не вызывает сомнения и возможность использования C. elegans для понимания механизмов действия нематоцидов. В целом, можно сделать вывод, что C. elegans является полезной моделью как для поиска новых веществ с антигельминтной активностью, так и для решения проблемы преодоления лекарственной устойчивости гельминтов.

Сведения о конфликте интересов

Автор заявляет об отсутствии конфликта интересов.

Список источников

  1. Brenner S. The genetics of Caenorhabditis elegans // Genetics. 1974. Vol. 77. P. 71–94. DOI: 10.1093/genetics/77.1.71.
  2. Salinas G., Risi G. Caenorhabditis elegans: nature and nurture gift to nematode parasitologists // Parasitiology. 2018. Vol. 145. P. 979–987. DOI: 10.1017/S0031182017002165.
  3. Corsi A.K., Wightman B., Chalfie M. A transparent window into biology: A primer on Caenorhabditis elegans // Genetics. 2015. Vol. 200. P. 387–407. DOI: 10.1534/genetics.115.176099.
  4. Bürglin T.R., Lobos E., Blaxter M.L. Caenorhabditis elegans as a model for parasitic nematodes // Internatio­nal Journal for Parasitology. 1998. Vol. 28. P. 395–411. DOI: 10.1016/s0020-7519(97)00208-7.
  5. Geary T.G., Thompson D.P. Caenorhabditis elegans: how good a model for veterinary parasites? // Ve­terinary parasitology. 2001. Vol. 101. P. 371–386. DOI: 10.1016/s0304-4017(01)00562-3.
  6. Holden-Dye L., Walker R.J. Anthelmintic drugs and nematicides: studies in Caenorhabditis elegans // Wormbook. 2014. N. 16. P. 1–29. DOI: 10.1895/wormbook.1.143.2.
  7. Dent J.A. What can Caenorhabditis elegans tell us about nematocides and parasites? // Biotechnology and Bioprocess Engineering. 2001. Vol. 6. P. 252–263. DOI: 10.1007/bf02931986.
  8. Hahnel S.R., Dilks C.M., Heisler I., Andersen E.C., Kulke D. Caenorhabditis elegans in anthelmintic research — Old model, new perspectives // International Journal for Para­sitology: Drugs and Drug Resistance. 2020. Vol. 14. P. 237–248. DOI: 10.1016/j.ijpddr.2020.09.005.
  9. Schafer W. Nematode nervous system // Current Bio­logy. 2016. Vol. 26. P. R955–R959. DOI: 10.1016/j.cub.2016.07.044.
  10. Li C., Kim K. Neuropeptides // WormBook, ed. The C. elegans Research Community. 2008. DOI: 10.1895/wormbook.1.142.1.
  11. Parkinson J., Mitreva M., Whitton C. et al. A transcriptomic analysis of the phylum Nematoda // Nature Genetics. 2004. Vol. 36. P. 1259–1267. DOI: 10.1038/ng1472.
  12. Mathew M.D., Mathew N. D., Miller A. et al. Using C. ele­gans forward and reverse genetics to identify new compounds with anthelmintic activity // PLoS Neglec­ted Tropical Diseases. 2016. Vol. 10. P. e0005058. DOI: 10.1371/journal.pntd.0005058.
  13. Burns A.R., Luciani G.M., Musso G. et al. Caenorhabditis elegans is a useful model for anthelmintic discovery // Nature Communications. 2015. Vol. 6. Article 7485. DOI: 10.1038/ncomms8485.
  14. Taylor C.M., Wang Q., Rosa B.A. et al. Discovery of anthelmintic drug targets and drugs using chokepoints in nematode metabolic pathways // PLoS Pathogens. 2013. Vol. 9. P. e1003505. DOI: 10.1371/journal.ppat.1003505.
  15. Kaminsky R., Ducray P., Jung M. et al. A new class of anthelmintic effective against drug-resistant nematodes // Nature. 2008. Vol. 452. P. 176–181. DOI: 10.1038/nature06722.
  16. Kita K., Takamiya S. Electron-transfer complexes in Ascaris mitochondria // Advances in Parasitology. 2002. Vol. 51. P. 95–131. DOI: 10.1016/s0065-308x(02)51004-6.
  17. Braeckman B.P., Houthoofd K., Vanfleteren J.R. Intermediary metabolism // Wormbook, ed. The C. elegans Research Community. 2009. DOI: 10.1895/wormbook.1.146.1.
  18. Farelli J.D., Galvin B.D., Li Z. et al. Structure of the trehalose-6-phosphate phosphatase from Brugia malayi reveals key design principles for anthelmintic drugs // PLoS Pathogens. 2014. Vol. 10. P. e1004245. DOI: 10.1371/journal.ppat.1004245.
  19. Erkut C., Gade V.R., Laxman S., Kurzchalia T.V. The glyo­xylate shunt is essential for desiccation tolerance in C. elegans and budding yeast // eLife. 2016. Vol. 5. P. e13614. DOI: 10.7554/eLife.13614.
  20. Rao A., Carta L.K., Lesuisse E., Hamza I. Lack of heme synthesis in a free-living eukaryote // Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2005. Vol. 102. P. 4270–4275. DOI: 10.1073/pnas.0500877102.
  21. Luck A.N., Yuan X., Voronin D. et al. Heme acquisition in the parasitic filarial nematode Brugia malayi // The FASEB Journal. 2016. Vol. 30. P. 3501–3514. DOI: 10.1096/fj.201600603R.
  22. Chitwood D.J. Biochemistry and function of nema­tode steroids // Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology. 1999. Vol. 34. P. 273–284. DOI: 10.1080/10409239991209309.
  23. Butcher R.A. Small-molecule pheromones and hormones controlling nematode development // Nature Chemical Biology. 2017. Vol. 13. P. 577–586. DOI: 10.1038/nchembio.2356.
  24. Ludewig A.H., Schroeder F.C. Ascaroside signaling in C. elegans // Wormbook, ed. The C. elegans Research Community. 2013. DOI: 10.1895/wormbook.1.155.1.
  25. Kaplan R.M. Drug resistance in nematodes of veteri­nary importance: a status report // Trends in Parasitology. 2004. Vol. 20. P. 477–481. DOI: 10.1016/j.pt.2004.08.001.
  26. Sattelle D.B. Invertebrate nicotinic acetylcholine receptors — targets for chemicals and drugs important in agriculture, veterinary medicine and human health // Journal of Pesticide Science. 2009. Vol. 34. P. 233–240. DOI: 10.1584/jpestics.r09-02.
  27. Sleigh J.N. Functional analysis of nematode nicotinic receptors // Bioscience Horizons. 2010. Vol. 3. P. 29–39. DOI: 10.1093/biohorizons/hzq005.
  28. Qian H., Martin R.J., Robertson A.P. Pharmacology of N-, L-, and B-subtypes of nematode nAChR resolved at the single-channel level in Ascaris suum // The FASEB Journal. 2006. Vol. 20. P. E2108–E2116. DOI: 10.1096/fj.06-6264fje.
  29. Fleming J.T., Squire M.D., Barnes T.M. et al. Caenorhabditis elegans levamisole resistance genes lev-1, unc-29 and unc-38 encode functional nicotinic acetylcholine receptor subunits // Journal of Neuroscience. 1997. Vol. 17. P. 5843–5857. DOI: 10.1523/JNEUROSCI.17-15-05843.1997.
  30. Culetto E., Baylis H.A., Richmond J.E. et al. The Caenorhabditis elegans unc-63 gene encodes a levamisole-sensitive nicotinic acetylcholine receptor α subunit // The Journal of Biological Chemistry. 2004. Vol. 279. P. 42476–42483. DOI: 10.1074/jbc.M404370200.
  31. Gottschalk A., Almedom R.B., Schedletzky T. et al. Identification and characterization of novel nicotinic receptor associated proteins in Caenorhabditis elegans // The EMBO Journal. 2005. Vol. 24. P. 2566–2578. DOI: 10.1038/sj.emboj.7600741.
  32. Harrow I.D., Gration K.A. Mode of action of the anthelmintics morantel, pyrantel and levamisole in the muscle cell membrane of the nematode Ascaris suum // Pesticide Science. 1985. Vol. 16. P. 662–672. DOI: 10.1002/ps.2780160612.
  33. Martin R.J., Clark C.L., Trailovic S.M., Robertson A.P. Oxantel is an N-type (methyridine and nicotine) agonist not an L-type (levamisole and pyrantel) agonist // International Journal for Parasitology. 2004. Vol. 34. P. 1083–1090. DOI: 10.1016/j.ijpara.2004.04.014.
  34. Touroutine D., Fox R.M., Von Stetina S.E. et al. acr-16 encodes an essential subunit of the levamisole-resistant nicotinic receptor at the Caenorhabditis elegans neuromuscular junction // Journal of Biological Che­mistry. 2005. Vol. 280. P. 27013–27021. DOI: 10.1074/jbc.M502818200.
  35. Jones A.K., Buckingham S.D., Sattelle D. Chemistry-to-gene screens in Caenorhabditis elegans // Nature Reviews Drug Discovery. 2005. Vol. 4. P. 321–330. DOI: 10.1038/nrd1692.
  36. Schafer W.R. Genetic analysis of nicotinic signaling in worms and flies // Journal of Neurobiology. 2002. Vol. 53. P. 535–541. DOI: 10.1002/neu.10154.
  37. Pereira L., Kratsios P., Serrano-Saiz E. et al. A cellular and regulatory map of the cholinergic nervous system of C. elegans // eLIFE. 2015. Vol. 4. P. e12432. DOI: 10.7554/eLife.12432.
  38. Tomizawa M., Casida J.E. Selective toxicity of neonico­tinoids attributable to specificity of insect and mamma­lian nicotinic receptors // Annual Review of Entomology. 2003. Vol. 48. P. 339–364. DOI: 10.1146/annurev.ento.48.091801.112731.
  39. Lansdell S.J., Collins T., Goodchild J., Millar N.S. The Drosophila nicotinic acetylcholine receptor subunits Dα5 and Dα7 form functional homomeric and hete­romeric ion channels // BMC Neuroscience. 2012. Vol. 13. P. e73. DOI: 10.1186/1471-2202-13-73.
  40. Williamson S.M., Robertson A.P., Brown L. et al. The ni­cotinic acetylcholine receptors of the parasitic nema­tode Ascaris suum: formation of two distinct drug targets by varying the relative expression levels of two subunits // PLoS Pathogens. 2009. Vol. 5. P. e1000517. DOI: 10.1371/journal.ppat.1000517.
  41. Levandovsky M.M., Robertson A.P., Kuiper S. et al. Single-channel properties of N- and L-subtypes of acetylcholine receptor in Ascaris suum // International Joutnal for Parasitology. 2005. Vol. 35. P. 925–934. DOI: 10.1016/j.ijpara.2005.03.007.
  42. Qian H., Robertson A.P., Powell-Coffman J.A., Martin R.J. Levamisole resistance resolved at the single-channel le­vel in Caenorhabditis elegans // The FASEB Journal. 2008. Vol. 22. P. 3247–3254. DOI: 10.1096/fj.08-110502.
  43. Robertson A.P., Martin R.J. Ion-channels on parasite muscle: pharmacology and physiology // Invertebrate Neuroscience. 2007. Vol. 4. P. 209–217. DOI: 10.1007/s10158-007-0059-x.
  44. Campbell W.C., Fisher M.H., Stapley E.O. et al. Ivermectin: a potent new antiparasitic agent // Science. 1983. Vol. 221. P. 823–828. DOI: 10.1126/science.6308762.
  45. Dent J.A., Smith M.M., Vassilatis D.K., Avery L. The genetics of ivermectin resistance in Caenorhabditis elegans // Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2000. Vol. 97. P. 2674–2679. DOI: 10.1073/pnas.97.6.2674.
  46. Knox J., Joly N., Linossi E.M. et al. A survey of the kinome pharmacopeia reveals multiple scaffords and targets for the development of novel anthelmintics // Scienti­fic Reports. 2021. Vol. 11. Article 9161. DOI: 10.1038/s41598-021-88150-6.
  47. Cheng Z., Liu F., Li X. et al. EGF-mediated EGFR/ERK signaling pathway promotes germinative cell proliferation in Echinicoccus multiloularis that contributes to larval growth and development // PLoS Neglected Tropical Diseases. 2017. Vol. 11. P. e0005418. DOI: 10.1371/journal.pntd.0005418.
  48. Gelmedin V., Spiliotis M., Brehm K. Molecular characterization of MER1/2- and MKK3/6-like mitogen-activated protein kinase kinases (MAPKK) from the fox tapeworm Echinococcus multilocularis // International Journal for Parasitology. 2010. Vol. 40 P. 555–567. DOI: 10.1016/j.ijpara.2009.10.009.
  49. Schubert A., Koziol U., Cailliau K. et al. Targeting Echinococcus multilocularis stem cells by inhibition of the Polo-like kinase EmPlk1 // PLoS Neglected Tropical Disea­ses. 2014. Vol. 8. P. e2870. DOI: 10.1371/journal.pntd.0002870.
  50. de Andrade L.F., Mourão M.M., Geraldo J.A. et al. Regulation of Schistosoma mansoni development and reproduction by the mitogen-activated protein kinase signa­ling pathway // PLoS Neglected Tropical Diseases. 2014. Vol. 8. P. e2949. DOI: 10.1371/journal.pntd.0002949.
  51. Cowan N., Keiser J. Repurposing of anticancer drugs: In vitro and in vivo activities against Schistosoma mansoni // Parasites & Vectors. 2015. Vol. 13. Article 417. DOI: 10.1186/s13071-015-1023-y.
  52. Long T., Neitz R.J., Beasley R. et al. Structure-bioacti­vity relationship for benzimidazole thiophene inhibitors of Polo-Like Kinase 1 (PLK1), a potential drug target in Schistosoma mansoni // PLoS Neglected Tropical Di­seases. 2016. Vol. 10. P. e0004356. DOI: 10.1371/journal.pntd.0004356.
  53. Boulin T., Gielen M., Richmond J.E. et al. Eight genes are required for functional reconstitution of the Caenorhabditis elegans levamisole-sensitive acetylcholine receptor // Proceedings of the National Academy of Sciences USA. 2008. Vol. 105. P. 18590–18595. DOI: 10.1073/pnas.0806933105.
  54. Lalchhandama K. Anthelmintic resistance: the song remains the same // Science Vision. 2010. Vol. 10. P. 111–122.
  55. Risi G., Aguilera E., Ladós E. et al. Caenorhabditis elegans infrared-based motility assay identified new hits for nematicide drug development // Veterinary Sciences. 2019. Vol. 6. Article 29. DOI: 10.3390/vetsci6010029.
  56. Preston S., Jiao Y., Jabbar A. et al. Screening of the “Pathogen Box” identifies an approved pesticide with major anthelmintic activity against the barber’s pole worm // International Journal for Parasitology: Drugs and Drug Resistance. 2016. Vol. 6. P. 329–334. DOI: 10.1016/j.ijpddr.2016.07.004.
  57. Hamaguchi T., Sato K., Vicente C.S. L., Hasegawa K. Nematicidal action of the marigold exudate α-terthienyl: oxidative stress-inducing compound penetrates nematode hypodermis // Biology Open. 2019. Article bio038646. DOI: 10.1242/bio.038646.
  58. Montalvão S.C.L., de Castro M.T., Soares C.M.S. et al. Caenorhabditis elegans as an indicator of toxicity of Bacillus thuringiensis strains to Meloidogyne incognita race 3 // Ciência Rural. 2018. Vol. 48. P. e20170712. DOI: 10.1590/0103-8478cr20170712.
  59. Abebew D., Sayedain F.S., Bode E., Bode B.B. Uncove­ring nematicidal natural products from Xenorhabdus bacteria // Journal of Agricultural and Food Chemi­stry. 2022. Vol. 70 P. 498–506. DOI: 10.1021/acs.jafc.1c05454.
  60. Sun Y., Xie J., Tang L. et al. Isolation, identification and molecular mechanisms analysis of the nematicidal compound spectinabilin from newly isolated Streptomyces sp. DT10 // Molecules. 2023. Vol. 28. Article 4365. DOI: 10.3390/molecules28114365.
Дата поступления рукописи в редакцию: 2024-01-15
Дата рецензии статьи: 2024-02-01
Дата принятия статьи к публикации: 2024-02-15

Vieworks

 

Optics

Optics

Optics

 

Вас может заинтересовать

Журнал «Лабораторные животные для научных исследований» зарегистрирован Федеральной службой по надзору в сфере связи информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор) рег. № Эл №ФС77-72324 от 14.02.2018 г.

Реклама

Мария Ковалева
Тел.: +7 960 2315546
E-mail: [email protected]

18+

Учредитель: НПО "ДОМ ФАРМАЦИИ"
188663, Россия, Ленинградская область, Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, Заводская улица, 3-245

Ответственный секретарь: Макарова Марина ([email protected])

Адрес редакции: 188663, Ленинградская обл., Всеволожский р-н, п. Кузьмоловский, ул. Заводская, д. 3, к. 245; +7 (812) 603-74-28

Группа ВКонтакте

© 2020 ООО «ИД «Русский врач»