Влияние различных видов анестезии на параметры электрокардиограммы у крыс

Н.А. Лычева(1), канд. биол.наук, с.н.с., руководитель группы токсикологии, М.Н. Макарова(2), директор, В.Г. Макаров(1), доктор медицинских наук, профессор, зам. директора по науке, А.В. Рыбакова(2), канд. вет. наук, зам. директора по ветеринарии 1-Санкт-Петербургский институт фармации, 188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, дом 3, корп. 245; 2-НПО «Дом Фармации» 188663, Россия, Ленинградская обл., Всеволожский район, г.п. Кузьмоловский, ул. Заводская, дом 3, корп. 245 Е-mail: Natalia.lycheva@yandex.ru

Резюме

Электрокардиография (ЭКГ) – один из самых распространенных диагностических методов в медицине. Запись ЭКГ отражает электрическую активность сердца и позволяет получить важную информацию о функциональных и структурных характеристиках миокарда. ЭКГ у крыс используется в исследованиях состояния сердечно-сосудистой системы как в физиологических условиях, так и при моделировании различных патологических процессов. Техника записи ЭКГ проста, однако интерпретация параметров ЭКГ является сложной задачей. Это связано с относительно небольшим количеством экспериментальных исследований, а также значительной вариацией параметров ЭКГ между исследованиями. Необходимость подобных исследований обусловлена не только все большим ростом интереса к данным ЭКГ в экспериментальной физиологии, патофизиологии, доклинических исследованиях, но и быстрым развитием трансляционных исследований. Рассмотрены параметры ЭКГ у крыс, их нормальный диапазон, а также влияние типа анестезии на изменение параметров ЭКГ. Обзор ограничивается аутбредными крысами (крысы с непрослеживаемой родословной) и крысами линий Sprague Dawley и Wistar, так как эти животные чаще всего служат экспериментальными моделями для научных исследований. Исследование выполнено на 250 аутбредных крысах обоего пола. ЭКГ записывали на фоне наркотизации смесью тилетамина и золозепама. Проведенный анализ литературы демонстрирует отсутствие конкретных рекомендации по оценке ЭКГ у крыс и интерпретации полученных данных. Установлено отсутствие половых различий в параметрах ЭКГ у крыс. Определено влияние указанной анестетической смеси на вариабельность частоты сердечных сокращений. Длительность интервала PQ была сопоставима со значениями, полученными на фоне уретанового наркоза. В то же время отмечено значительное увеличение комплекса QRS. Также обращает на себя внимание увеличение значения интервала QTс, показанное нами впервые при использовании указанной смеси анестетиков.

Введение

Анализ электрокардиограммы (ЭКГ) у крыс используется в исследованиях состояния сердечно-сосудистой системы, в том числе при оценке кардиотоксичности, не только в физиологических условиях, но и при введении различных лекарственных средств, а также при моделировании различных заболеваний у животных. Техника записи ЭКГ проста, однако интерпретация параметров ЭКГ является сложной задачей. Как показал анализ литературных данных, существует множество дискуссионных аспектов в изучении ЭКГ крыс, так, например, нет информации о нормальной продолжительности зубца Р на ЭКГ. Спорным остается вопрос о частоте сердечных сокращений (ЧСС) [18, 19, 22] и критериях контрольных значений ЭКГ у крыс. Кроме того, отмечаются значительные межгрупповые различия в параметрах ЭКГ, что, по-видимому, обусловлено условиями эксперимента, возрастом, линией животных, типом используемой анестезии [16, 18, 19]. На базе АО «Дом Фармации» проведено сравнительное исследование по изучению параметров ЭКГ у аутбредных крыс. Нами рассмотрены параметры ЭКГ у крыс, их нормальный диапазон, а также влияние анестезии на изменение параметров ЭКГ. Обзор ограничивается аутбредными крысами, крысами линий Sprague Dawley и Wistar, так как эти животные чаще всего используются в доклинических исследованиях.

Материал и методы

В исследовании использовались 250 аутбредных крыс собственного разведения с подтвержденным статусом здоровья. Животные содержались в стандартных условиях вивария. Исследование выполнено в соответствии с принципами GLP и Европейской конвенцией по защите позвоночных животных (одобрено на заседании биоэтического комитета, заключения №БЭК 3.27/17).

В исследовании использовались самцы (n=125) и самки (n=125) аутбредных крыс, наркотизированные смесью тилетамина, золозепама и клисазина. Животных наркотизировали путем внутримышечного введения ксилазина в дозе 10–15 мг/кг для общего анальгетического эффекта, через 15 мин вводили смесь тилетамина и золозепама в дозе 50–80 мг/кг для развития общей анестезии. Запись параметров ЭКГ у животных проводили на ветеринарном электрокардиографе «Поли-Спектр 8В» в течение 10±3 мин. 

Животное укладывали на столик и закрепляли на конечностях электроды (верхние конечности – на предплечьях, нижние конечности – на внутренней стороне бедра) согласно инструкции к прибору; при этом место крепления электродов смачивали солевым раствором. 

По окончании исследования животные подвергались клиническому осмотру и  возвращались в стоковую популяцию.

Результаты и обсуждение

В ходе исследования установлено, что параметры ЭКГ не зависели от пола животного (см. таблицу). Использование указанной анестетической смеси снижает вариабельность ЧСС по сравнению с данными телеметрии и другими средствами для наркоза. Длительность интервала PQ (PR) укладывается в описанные диапазоны значений и  наиболее сопоставима со значениями, полученными на фоне уретанового наркоза [9, 14]. В то же время отмечено значительное увеличение комплекса QRS на фоне анестезии смесью тилетамина и золозепама. Также обращает на себя внимание увеличение значения интервала QTс, показанное нами впервые при введении указанной смеси анестетиков. Согласно анализу литературы, выявлено выраженное влияние анестезии на длительность интервалов и зубцов на ЭКГ. Данные литературы систематизированы (см. таблицу). Установлено, что ингаляционные анестетики могут иметь аритмогенный потенциал. Галотан, изофлуран и энфлуран блокируют Ca2+-каналы и обмен Na+/ Ca2+ в кардиомиоцитах [15]. Крысы, анестезированные уретаном, демонстрируют значительное увеличение ЧСС, в отличие от крыс, получавших пентобарбитал и тиопентал. 

Было обнаружено, что пентобарбитал вызывает желудочковые аритмии [24]. Также установлено, что тиопентал обладает антиаритмической активностью [24]. Другой широко используемый анестетик кетамин, помимо его анти-NMDA-активности, взаимодействует с потенциал-зависимыми Са2+-каналами в кардиомиоцитах, существенно изменяя их электрическую активность [3]. В литературе не найдено данных об особенностях влияния эфира (он не рекомендован для анестезии).

Патофизиологические изменения, связанные с токсическим воздействием или болезнью, у грызунов и людей проявляются на ЭКГ аналогично. 

Млекопитающие имеют широкий диапазон интервала RR в покое. Для взрослого человека период покоя RR колеблется от 0,6–1,0 с (ЧСС≈60–100 в минуту), тогда как для зрелых крыс RR-интервал составляет 0,118–0,251 с (ЧСС≈239–508) в зависимости от типа использованного анестетика [9]. Изменения ЭКГ (включая увеличение зубца P, увеличение интервала PR, удлинение или отклонение оси комплекса QRS, и изменения зубца T) с сопутствующей оценкой гистопатологии, имеют высокую прогностическую ценность для многих форм заболеваний сердца у крысы [4]. 

Зубец P. При записи ЭКГ зубец P отражает деполяризацию предсердий. Как у человека, так и у крыс физиологический синусовый ритм характеризуется положительным зубцом Р во II отведении, отрицательным зубцом Р в отведении aVR и наличием комплекса QRS после каждого зубца Р. Отсутствие зубца Р или его измененная форма регистрируется при аритмиях различного генеза, наиболее распространенными из которых являются фибрилляция предсердий. Как и у людей, фибрилляция предсердий у крыс характеризуется отсутствием зубца Р [17]. 

Интервал PQ (PR). Ввиду отсутствия зубца Q интервал PQ также называется интервалом PR и отражает распространение деполяризации от предсердий к желудочкам [18]. Анализ длины интервала PR имеет решающее значение для диагностики атриовентрикулярных блокад. Длительные интервалы PR могут свидетельствовать об атриовентрикулярной блокаде или нарушении проводимости сердца [4]. Интервал PR у крыс SD колеблется от 38 до 70 мс, у крыс Wistar – от 39 до 78 мс, продолжительность интервала варьирует в зависимости от типа анестезии.

Комплекс QRS. Продолжительность комплекса QRS показывает время деполяризации желудочков. Сужение комплекса QRS наблюдается в суправентрикулярных аритмиях, тогда как увеличение комплекса QRS отмечается при желудочковом ритме, а также нарушениях внутрижелудочковой проводимости, которые бывают при блокадах ветвей пучка Гиса, сердечной недостаточности и ишемии миокарда. Изменения комплекса QRS (удлинение или фракционирование) также наблюдаются у лиц с повышенным риском аритмии, а при раздвоении свидетельствуют о частичной блокировке проведения возбуждения [4]. Широкие QRS-комплексы были обнаружены после лечения крыс несколькими препаратами, например доксорубицином [12], дизопирамидом [13] и азитромицином [2]. Кроме того, патологический зубец Q (отличительная черта некроза миокарда при инфаркте миокарда человека), был продемонстрирован в нескольких моделях инфаркта миокарда и кардиомиопатиях на крысах [5]. Поскольку Q-волна обычно не обнаруживается у крыс, то на ЭКГ крысы оцениваются комплексы RS

Сегмент ST. Сегмент ST представляет собой время деполяризации желудочков и определяется как время от конца комплекса QRS до начала волны T. Сегмент ST является изоэлектрическим и у людей длится от 80 до 120 мс. Оценка параметра имеет значение для диагностики ишемии и инфаркта миокарда. Для людей критерии существенных изменений сегмента ST подробно описаны [24]. Изменение сегмента ST также наблюдается при каналопатиях, например, при синдроме Бругада, внутрижелудочковых блокадах, нарушениях водно-электролитного баланса и других патологиях. Исследования на крысах показали значительные изменения сегмента ST при инфаркте миокарда [6] и ишемии миокарда [22]. Однако четкие критерии значительных изменений сегмента ST не установлены. Сообщалось, что у крыс линии SD, находящихся под легкой эфирной анестезией, продолжительность сегмента ST составляла 12,3–18,1 мс [12], тогда как у крыс Wistar, анестезированных эфиром, – 9,58–14,8 мс [8]. Однако значение длины сегмента ST для анализа ЭКГ не так важно. Во-первых, трудно обнаружить сегмент ST на ЭКГ крыс [11]. Во-вторых, на фоне увеличения сегмента ST всегда увеличивается интервал QT (RT). Поэтому удобнее анализировать 2 последних параметра, а не сегмент ST. Депрессия сегмента ST характерна для ишемии и гипоксии миокарда желудочков [9]. 

Зубец T. Зубец T отражает процесс реполяризации желудочков, является положительным в большинстве отведений, включая II отведение. У людей высокую амплитуду зубца Т можно обнаружить при гиперкалиемии, на ранних стадиях острого инфаркта миокарда и у пациентов с синдромом удлиненного QT. Уменьшение амплитуды зубца Т может наблюдаться при гипокалиемии, тогда как отрицательный зубец Т может свидетельствовать о инфаркте миокарда и тромбоэмболии легочной артерии. Сообщалось об инверсии зубца Т на ЭКГ крысы после инъекции изопротеренола и при инфаркте миокарда [11]. Гипокалиемия у крыс сопровождается удлинением и уменьшением амплитуды зубца T [1]. 

Интервал QT. У крыс этот параметр обычно измеряется от начала комплекса RS до конца зубца T из-за трудностей в обнаружении зубца Q. Интервал QT представляет собой время деполяризации и реполяризации кардиомиоцитов желудочков. Патологическая продолжительность этого параметра указывает на нарушения электрической активности сердца из-за кардиомиопатий различного происхождения или токсического воздействия экзогенных соединений. Так, интервал QT может быть удлинен при гипокалиемии, ишемии, инфаркте миокарда, каналопатии (синдром удлиненного QT). Наконец, несколько препаратов могут удлинять интервал QT приводя к желудочковой тахиаритмии, включая пируэтную тахиаритмию (torsades de pointes). Таким образом, удлинение интервала QT считается показателем кардиотоксичности лекарственного средства [20]. Интервал QT положительно коррелирует с массой левого желудочка у гипертензивных крыс, отражая фенотипические изменения сердца, связанные с механическим напряжением [3]. Показано, что у крыс, подвергавшихся воздействию различных концентраций известного кардиотоксического вещества доксорубицина учащается пульс, возникают аритмии и аномалии ЭКГ, включая удлинение QT и желудочковую тахикардию, с последующим развитием фибрилляции желудочков, что сопровождается развитием гемодинамических нарушений, формированием асцита, снижением температуры тела, снижением массы тела и, в конечном счете, смертью [11]. Интервал QT, когда он рассчитан с учетом ЧСС (скорректированный QT – QTc), позволяет оценивать аномалии в реполяризации желудочков, так как Q-волна зачастую отсутствует на ЭКГ крыс; зубец R используется как аналог для Q. Пространственно-временная неоднородность реполяризации применялась для выявления пациентов с риском сердечной смерти [13]. 

Заключение

Проведенный анализ литературы демонстрирует отсутствие конкретных рекомендации по оценке ЭКГ у крыс. Обращают на себя внимание существенные различия при оценке нормального диапазона значений ЭКГ крыс у разных исследователей. Изучение параметров ЭКГ у крыс остается актуальной и первостепенной задачей для исследователей различного уровня. Необходимость подобных исследований обусловлена ростом интереса к данным ЭКГ в экспериментальной физиологии, патофизиологии, доклинических исследованиях, в частности при оценке фармакологической безопасности. Ввиду сложности интерпретации параметров ЭКГ у экспериментальных животных проблематична и экстраполяция полученных результатов на человека. Это связано с относительно небольшим количеством экспериментальных исследований, а также значительной вариацией параметров ЭКГ у разных авторов, которые вероятно, использовали разные линии крыс и средства для наркоза. 

Список литературы

  1. Ahmad A., Sattar M., Rathore H. Impact of Isoprenaline and Caffeine on development of left ventricular hypertrophy and renal hemodynamic in Wistar Kyoto rats. Acta Pol. Pharm. 2015. 72: 1015–26. doi.org/10.1371/journal.pone.0150137
  2. Atli O., Ilgin S., Altuntas H. Evaluation of azithromycin induced cardiotoxicity in rats. Int. J. Clin. Exp. Med 2015. 8: 3681–90.
  3. Badole S., Jangam G., Chaudhari S. L-glutamine supplementation prevents the development of experimental diabetic cardiomyopathy in streptozotocin-nicotinamide induced diabetic rats. PloS one 9: e92697, 2014. doi.org/10.1371/journal.pone.0092697.
  4. Berne R. M., Levy M. N. The Heart Generates its own ace maker activity. Cardiovascular Physiology, 8th ed., 2001. 28–38.
  5. Carll A.P., Haykal-Coates N., Winsett D.W. Particulate matter exposure exacerbates cardiopulmonary injury in a rat model of isoproterenol-induced cardiomyopathy. Inhal. Toxicol. 2010. 22(5): 355–68. DOI: 10,3109 / 08958370903365692
  6. Chrastina A., Pokreisz P., Schnitzer J. Experimental model of transthoracic, vascular-targeted, photodynamically induced myocardial infarction. Am J. Physiol. Heart Circ. Physiol 2014. 306: 270–8. DOI: 10,1152 / ajpheart.00818.2012
  7. De Bruin M., Pettersson M. Anti-HERG activity and the risk of drug-induced arrhythmias and sudden death. Eur. Heart. J. 2005. 26: 590–7. DOI: 10,1093 / eurheartj / ehi092
  8. Dragojevic-Simic V., Dobric S., Bokonjic D. Amifostine protection against doxorubicin cardiotoxicity in rats. Anticancer Drugs 2004. 15: 169–78.
  9. Hall J., Guyton A., Schmitt W. Cardiac Arrhythmias and Their Electrocardiographic Interpretation. Guyton and Hall Textbook of medical physiology, Saunders, London, 2011. 143–53.
  10. Hamdy D., Brocks D. Experimental hyperlipidemia causes an increase in the electro- cardiographic changes associated with amiodarone. J. Cardiovasc Pharmacol 2009. 53: 1–8. DOI: 10,1097/ FJC.0b013e31819359d1
  11. Hazari M.S., Haykal-Coates N., Winsett D.W., Costa D.L., Farraj A.K. A single exposure to particulate or gaseous air pollution increases the risk of aconitine-induced cardiac arrhythmia in hypertensive rats. Toxicol. Sci. 2009a. 112: 532–42. DOI: 10,1093 / toxsci / kfp214
  12. Kelishomi R., Ejtemaeemehr S., Tavangar S. Morphine is protective against doxorubicin-induced cardiotoxicity in rat. Toxicology 2008. 243: 96–104. DOI: 10,1016 / j.tox.2007.09.026
  13. Król M.., Ufnal M., Szulczyk B. Characterization of Disopyramide derivative ADD424042 as a non-cardiotoxic neuronal sodium channel blocker with broad-spectrum anticonvulsant activity in rodent seizure models. Eur J. Pharm. Sci 2016. 9:42-51. DOI: 10, 1016 / j.ejps.2015.10.002
  14. Mackiewicz U., Gerges J., Chu S. Ivabradine protects against ventricular arrhythmias in acute myocardial infarction in the rat. J. Cell Physiol. 2014. 229: 813–23. DOI: 10,1002 / jcp.24507
  15. Matus M., Kucerova D., Kruzliak P. Upregulation of SERCA2a following short-term ACE inhibition (by enalaprilat) alters contractile performance and arrhythmogenicity of healthy myocardium in rat. Mol. Cell. Biochem. 2015. 403: 199–208. doi: 10.1007 / s11010-015-2350-1
  16. Miranda A., Costa-E-Sousa R., Werneck-De-Castro J. Time course of echocardiographic and electrocardiographic parameters in myocardial infarct in rats. An Acad. Bras. Cienc. 2007. 79: 639–48. DOI.org/10.1590/S0001-37652007000400006
  17. Nattel S., Shiroshita-Takeshita A., Brundel B., Mechanisms of atrial fibrillation: lessons from animal models. Prog Cardiovasc Dis 2005. 48: 9–28. DOI: 10,1016 / j.pcad.2005.06.002
  18. Regan C., Cresswell H., Zhang R. Novel method to assess cardiac electrophysiology in the rat: characterization of standard ion channel blockers. J. Cardiovasc. Pharmacol. 2005. 46: 68–75. DOI: 10.1097 / 01.fjc.0000162774.86780.9d
  19. Regan C., Stump G., Wallace А. In vivo cardiac electrophysiologic and antiarrhythmic effects of an isoquinoline IKur blocker, ISQ-1, in rat, dog, and nonhuman primate. J Cardiovasc Pharmacol 2007. 49: 236–45. DOI: 10,1097 / FJC.0b013e3180325b2a
  20. Roden D. Drug-induced prolongation of the QT interval. N. Engl. J. Med. 2004. 350: 1013–22. DOI: 10,1056 / NEJMra032426
  21. Rossi S., Fortunati I., Carnevali L., Baruffi S. The effect of aging on the specialized conducting system: a telemetry ECG study in rats over a 6 month period. PLoS One 2014. 14: 9 (11):e112697. doi: 10.1371/journal.pone.0112697
  22. Sugiyama A., Takahara A., Honsho S. A simple in vivo atrial fibrillation model of rat induced by transesophageal atrial burst pacing. J. Pharmacol. Sci. 2005. 98: 315–8. doi.org/10.1254/jphs.SCJ05002X
  23. Wagner G., Macfarlane P., Wellens H. AHA/ACCF/HRS recommendations for the standardization and interpretation of the electrocardiogram: part VI: acute ischemia/infarction: a scientific statement from the American Heart Association Electrocardiography and Arrhythmias Committee, Council on Clinical Cardiology; the American College of Cardiology Foundation; and the Heart Rhythm Society. Endorsed by the International Society for Computerized Electrocardiology. J. Am. Coll. Cardiol. 2009. 53: 1003–11. DOI: 10,1016 / j.jacc.2008.12.016
  24. Zorniak M., Mitrega K., Bialka S. Comparison of thiopental, urethane, and pentobarbital in the study of experimental cardiology in rats in vivo. J. Cardiovasc. Pharmacol. 2010.56: 38–44. doi: 10.1097 / FJC.0b013e3181dd502c

Вас может заинтересовать